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2分析：用于分析二维空间中脂质膜和生物聚合物的工具箱
。cc-by 4.0国际许可（未经Peer Review尚未获得认证）是作者/资助者，他已授予Biorxiv的许可证，以永久显示预印本。这是该版本的版权持有人，该版本发布于2025年3月6日。 https://doi.org/10.1101/2025.02.28.640817 doi：Biorxiv Preprint
映射研究，CRIS的创新和扩散活动
这项研究是代表研究与创新专家委员会（EFI）进行的。发现和解释是进行研究的研究所的唯一责任。EFI对报告的措辞没有任何影响。表演学院斯坦福法学院皇冠四角，559 Nathan Abbott Way，Stanford CA 94305-8610，美国www.law.stanford.edu Derman Innovation No.12-2021 ISSN 1613-4338截止日期2021年2月出版商研究与创新专家委员会（EFI）办公室Pariser Platz 6 | D-10117柏林www.e-fi.de保留所有权利，特别是复制，分销和翻译的权利。未经EFI或Institute的书面批准，使用任何形式的电子系统（通过影印本，微胶片或任何其他过程）可以复制或存储，处理，重复或分布。联系和更多信息Samantha Zyontz Stanford博士法学院皇冠四边形，559 Nathan Abbott Way，Stanford CA 94305-8610，美国T + 001（0）65 07 23 24 65 65 M szyontz@law.stanford.stanford.stanford.stanford.edu
通过潮汐和TIDE对CRISPR基因组编辑的快速定量评估
当前的基因组编辑工具使许多物种中选定的DNA序列的靶向诱变。但是，通过基因组编辑方法引入突变的效率和类型在很大程度上取决于目标位点。因此，很难预测编辑操作的结果。因此，量化突变频率的快速测定对于正确评估基因组编辑作用至关重要。我们开发了两种快速，具有成本效益且容易适用的方法：（1）潮汐，可以准确识别和量化插入和删除（indels），这些插入和删除（indels）在引入双链断裂后出现的（dsbs）； （2）Tider，适用于模板介导的编辑事件，包括点突变。这两种方法仅需要一组PCR反应和标准的Sanger测序运行。通过潮汐或TIDE算法分析序列轨迹（可在https://tide.nki.nl或https://deskgen.com上获得）。例程很容易，快速，并且提供了比当前基于酶的测定更详细的信息。潮汐和TIDE加速基于DSB的基因组编辑策略的测试和设计。
在外太空的军备竞赛？
CRISPR – CAS系统需要在适应和干扰过程中歧视自我与非自我DNA。然而，已经报道了含有自动靶向垫片（STS）的细菌的多种情况，即CRISPR垫片针对同一基因组上的蛋白酶。sts被建议将电力自动免疫作为CRISPR-CAS防御的不良副作用或基因表达的调节机制。在这里，我们研究了超过1万个细菌基因组中STS的刺激性，分布和逃避。我们在所有CRISPR- CAS类型中发现了STS，并且在所有携带CRISPR的细菌的五分之一中。值得注意的是，多达40％的I-B和I-F CRISPR - CAS系统包含STS。我们观察到，含有基因组的STS几乎总是带有预言，并且在超过一半的情况下，STS映射到预言区域。尽管携带了STS，但CRISPR-CAS系统的遗传降低似乎很少见，这表明通过其他机制（例如抗crispr蛋白质和CRISPR靶标），STS对STS的潜在有害作用有很高的水平。我们提出了一种场景，在该方案中，可以通过I型系统中的启动间隔者获取启动间隔者的获取，而没有有害的Au-Au-tomunity效应，这可能会触发更广泛的STS堆积，而无需将自动免疫性逃避的机制造成了耐受性，从而耐受了STS的预测耐受性。
使用基于CRISPR的设计器外显子插入
。cc-by 4.0国际许可（未经Peer Review尚未获得认证）是作者/资助者，他已授予Biorxiv的许可证，以永久显示预印本。这是该版本的版权持有人，该版本发布于2020年12月3日。 https://doi.org/10.1101/2020.12.03.409417 doi：Biorxiv Preprint
crispr/cas9介导的基因编辑
简介评论：引言有效地介绍了CRISPR/CAS9系统的历史背景，从而将其从Escherichia Coli的发现成为其作为基因编辑工具的发展。Jennifer Doudna和Emmanuelle Charpentier的贡献得到了充分的详细说明，强调了他们独立的研究工作和最终的合作。CRISPR机制的解释是彻底的，涵盖了关键组成部分，例如Cas9蛋白，引导RNA，tracrrna和crrna。基因编辑过程的分步分解，包括DNA裂解，序列靶向和基因剪接，为理解系统的功能提供了强大的基础。提及PAM序列及其在特异性中的作用可确保在解释目标位点选择方面的清晰度。
基于单细胞打印技术和乳液偶联分析对 CRISPR/Cas9 RANKL 敲除间充质干细胞克隆进行表征，作为单细胞克隆的低细胞工作流程
基因改造单细胞的同质性对于许多应用（例如细胞系开发、基因治疗和组织工程，尤其是再生医学应用）而言是必需的。缺乏有效分离和表征 CRISPR/Cas9 工程细胞的工具被认为是这些应用中的一个重大瓶颈。尤其是蛋白质检测技术不兼容，无法在没有先决条件大规模克隆扩增的情况下确认蛋白质表达变化，这在许多应用中造成了僵局。为了改善工程细胞的表征，我们提出了一种改进的工作流程，包括基于高产量荧光特性的单细胞打印/分离技术、基因组编辑筛选（测量测定）、评估改变的基因表达的 mRNA rtPCR 和一种称为乳化偶联的多功能蛋白质检测工具，以提供高含量、统一的单细胞工作流程。该工作流程以 RANKL 敲除永生化间充质干细胞的工程和功能验证为例，这些细胞的骨形成能力发生了改变。由此产生的工作流程经济实惠，无需大规模克隆扩增细胞，整体克隆效率高于 CRISPR/Cas9 编辑细胞的 30%。尽管如此，由于单细胞克隆在细胞发育的早期高度并行阶段得到全面表征，包括 DNA、RNA 和蛋白质水平，因此该工作流程可提供更多成功编辑的细胞以供进一步表征，从而降低开发过程中后期失败的可能性。
跨发散啮齿动物的基因编辑的AAV-CRISPR/CAS9策略：靶向神经催产素受体作为概念证明。 Boender，A.J。
神经科学的一个主要问题是，研究结果是动物临床前研究到临床结果的不良翻译性。比较神经科学可以通过研究多种物种在神经回路功能的物种特异性和一般机制之间差异来克服这一障碍。针对性的神经回路的操纵通常取决于遗传解剖，并且该技术的使用仅限于几种模型物种，从而限制了其在比较研究中的应用。然而，基因组学的持续进展使得在越来越多的物种中可以实现遗传解剖。为了证明比较基因编辑方法的潜力，我们开发了一种病毒介导的CRISPR/CAS9策略，该策略预测靶向> 80种啮齿动物物种中的催产素受体（OXTR）基因。该策略专门降低了所有评估物种（n = 6）的OXTR水平，而不会引起总体神经元毒性。因此，我们表明基于CRISPR/CAS9的工具可以同时在多种物种中起作用。因此，我们希望鼓励比较基因编辑并改善神经科学研究的转化性。
产品表HK-Crispr-Nup188-MEGFP Cellen | 300657 产品表CélulasHCC78 | 302156 产品表CélulasNeuro-2a | 400394 产品表CélulasT406 | 300361 产品表CélulasNIH-3T3-RAS | 400100 产品表Cellule U2OS-CRISPR-NUP96-HALO | 300448 产品表Komórkiu2os-crispr-nup96-snap 产品表célulasasb-xiv | 400120 产品表HK-Crispr-CAP-H-MEGFP细胞| 301568
亚培养从粘附细胞中去除旧培养基，并用无钙和镁的PBS洗涤它们。使用3-5毫升PBS进行T25瓶，T75瓶子使用5-10毫升。然后用电池完全覆盖电池，用1-2 mL盖住T25瓶，T75瓶的2.5毫升。让细胞在室温下产生8-10分钟，以松开它们。孵育后，将细胞与10 ml培养基仔细混合，以重悬于它们，然后以300xg离心3分钟。扔掉上清液，将细胞重悬于新鲜培养基中，然后将其转移到已经包含新鲜培养基的新瓶中。
