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EP0402 TAQ DNA聚合酶（rec。）
图3。准备和使用病毒载体在靶细胞中重组蛋白表达。（1）包装细胞（例如HEK293）用编码感兴趣基因和必要病毒蛋白的三个或四个质粒转染。（2）将病毒组装在包装细胞中，然后收获和纯化。（3）该病毒用于转导靶细胞，释放感兴趣的基因。（4）在此示例中，将慢病毒载体的RNA反向转录为DNA，将DNA整合到宿主基因组中以进行重组蛋白表达。
CellPore™ 转染系统传单
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nepa21单元转染数据库
1 |提供我们免费的演示和试用优惠的PA G E客户提供了进一步的专有数据和专有信息信息，以通过NEPA21系统转染干细胞转染。列出的高效率和高可行性是可重复的（每个电动穿孔）。请随时与我们联系以获取最新数据：sales@sonidel.com
Transit®-CHO转染套件
转染时细胞密度（％汇合）。转染时CHO细胞亚型的建议细胞密度≥80％汇合。确定每个CHO细胞亚型的最佳细胞密度，以最大程度地提高转染效率。在转染前18-24小时将细胞划分，以确保细胞在转染时积极分裂并达到适当的细胞密度。DNA纯度。使用高度纯化，无菌和无污染物的DNA进行转染。无内毒素且具有260/280的吸光度比为1.8-2.0的质粒DNA准备。DNA，因为它可能包含高水平的内毒素。我们建议使用Miraclean®内毒素去除试剂盒（miR 5900）从DNA制备中去除内毒素的任何痕迹。TransIt® -cho试剂：DNA比。作为起点，使用3 µL每1 µg DNA的反式IT-CHO试剂。可以通过从每µg 1-5 µl的DNA滴定试剂来确定最佳的反式IT-CHO试剂与DNA比。请参阅第3页的表1，以获取建议的起始条件。CHOMOJO试剂：DNA比率。根据细胞培养和实验条件，可能需要不同的Cho Mojo试剂量。最佳的Cho Mojo试剂：DNA比应通过滴定从每µg每µg DNA滴定为0-2 µl的试剂来确定。请参阅第3页的表1，以获取建议的起始条件。复杂的形成条件。准备trans It-cho：Cho Mojo：无血清生长培养基中的DNA复合物。Mirus建议Opti-Mem I还原媒介。细胞培养条件：适当的培养基中，有或没有血清的培养细胞。无需执行介质更改即可去除转染络合物。反式转染试剂盒在没有转染后培养基变化的情况下进行转染时会提高效率。存在抗生素：抗生素将抑制转染复合物的形成，因此应排除在复合形成步骤中。可以将转染复合物添加到包含低水平抗生素（0.1-1倍终浓度的青霉素/链霉素混合物）的完整培养基中生长的细胞中。转染后的孵育时间。确定每种细胞类型后转染后最佳的孵育时间。最佳孵育时间通常为24-72小时，但会根据实验的目标，质粒的性质和表达蛋白质的半衰期而变化。
斑马鱼胚胎的脂质转染
斑马鱼是发育和生物医学研究中广泛使用的模型生物，具有体外受精、胚胎透明和与人类遗传相似等优点。然而，将外源遗传物质引入斑马鱼胚胎的传统方法，尤其是显微注射，带来了巨大的技术挑战并限制了通量。为了解决这个问题，我们开发了一种新方法，利用 Lipofectamine LTX 通过脂质转染将核酸有效地递送到斑马鱼胚胎中。我们的方案绕过了显微注射的需要，提供了一种经济高效、高通量且用户友好的替代方案。该方案概述了斑马鱼基因递送的新策略，以提高该模型系统中遗传研究的效率和范围。
CRISPR介导的Brugia Malayi的转染
由于这些生物的困难生物学，反向遗传学在人类丝状寄生虫中的应用滞后。最近，我们开发了一种共同培养系统，该系统允许转染Brugia Malayi的感染性幼体阶段并有效地发展为Fecund成年人。这是开发基于Piggybac Transposon的工具包的，该工具包可用于生产具有稳定整合到寄生虫基因组中的转基因序列的寄生虫。然而，PiggyBac系统通常已被基于群的常规间隔短篇小学重复序列（CRISPR）技术取代，这允许精确编辑基因组。在这里，我们报告了适应b。马来语用于CRISPR介导的敲入插入寄生虫基因组。在b的基因间区域中鉴定出合适的CRISPR插入位点。马来语基因组。修改了双重记者Piggybac载体，用插入位点的序列替换了Piggybac倒的末端重复区域。b。用合成引导RNA，修饰的质粒和cas9核酸酶转染马来语或其。将转染的寄生虫植入沙鼠中，并允许发展为成年人。后代微丝菌进行了筛选，并筛选了质粒中编码的分泌的荧光素酶报告器的表达。发现大约3％的微丝虫分泌荧光素酶；所有这些都包含插入寄生虫基因组中预期位置的转基因序列。这些数据表明CRISPR可用于修改B的基因组。使用适配器介导的PCR测定法，检查了转基因微丝菌是否存在关闭目标插入；没有发现脱靶插入。马来语，开辟了精确编辑这种重要人类丝状寄生虫的基因组的道路。
transit®-lenti转染试剂
要产生慢病毒，HEK 293细胞被编码所需的GAG，POL和REV结构和调节基因的包装质粒以及编码兴趣基因的转移载体（GOI）。复制无能是通过在单独的质粒上表达最小病毒成分来实现的，并通过在转移载体中的3'长末端重复（LTR）的重大删除来结合自我激活（SIN）元素。必需成分与VSV包膜蛋白G结合使用，以进行广泛的病毒质量和纯化过程中稳定性的提高。慢病毒颗粒被分泌到细胞培养基中，在该培养基中收集，过滤并冷冻到等分试样中，以便随后转导到靶细胞中。
转染级PEI（MW 40000）
转染级聚乙烯亚胺（PEI）是一种强大的，可信赖的且具有成本效益的试剂，被广泛认为是当前体外和体内转染的当前金标准。pei具有高密度的质子氨基基团，每三分之一原子具有氨基氮。这几乎在任何pH值下都具有高缓冲能力。因此，在内体内，PEI破坏了液泡并将遗传物质释放到细胞质中。与DNA，有效进入细胞的稳定络合以及逃脱内体的能力使PEI成为高效的转染试剂，这对于广泛的细胞系/类型兼容，包括最常用的HEK293和在粘附和悬浮培养物中生长的最常用的HEK293和CHO细胞。
原生质体转染进展促进 CRISPR 高效应用
摘要 植物原生质体是利用基因编辑对所需性状进行遗传操作的可靠实验系统。尽管如此，突变原生质体的选择和再生仍具有挑战性，而随后恢复成功编辑的植物是先进植物育种技术的一个重要瓶颈。为了缓解与原生质体转基因表达和原生质体再生相关的障碍，开发了一种新方法。结果表明，线性化 DNA 可以有效转染马铃薯原生质体，而来自各种植物的 UBIQUITIN10 启动子可以有效地指导转基因表达。此外，还对转染原生质体的卡那霉素抑制浓度进行了标准化，新霉素磷酸转移酶 2 ( NPT2 ) 基因可用作富集转染原生质体的有力选择标记。此外，BABYBOOM ( BBM ) 转录因子的瞬时表达促进了原生质体衍生愈伤组织的再生。总之，这些方法显著增加了对表现出高转基因表达的原生质体的筛选，从而显著提高了原生质体衍生愈伤组织中基因编辑事件的发生率，达到 95%。本研究开发的方法促进了四倍体马铃薯植物的基因编辑，并为多倍体生物中的复杂基因操作开辟了道路。