参考文献 • (1) Nessa A、Rahman SA、Hussain K。高胰岛素性低血糖症 - 分子机制。内分泌学前沿。2016;7:29。doi:10.3389/fendo.2016.00029。 (2) Ran FA、Hsu PD、Wright J、Agarwala V、Scott DA、Zhang F。使用 CRISPR-Cas9 系统进行基因组工程。自然协议。2013;8(11):2281-2308。doi:10.1038/nprot.2013.143。 (3) Guo D、Liu H、Ruzi A 等人。使用 CRISPR/Cas9 产生的 ABCC8 缺陷型人类胚胎干细胞模拟先天性高胰岛素症。科学报告。 2017;7:3156。doi:10.1038/s41598-017-03349-w。(4)Nessa A、Rahman SA、Hussain K。先天性高胰岛素血症的分子机制和潜在治疗靶点。孤儿药专家意见。2015;3:8。doi.org/10.1517/21678707.2015.1064819。(5)AP Chandrasekaran、M. Song、KS Kim、S. Ramakrishna。将 CRISPR/Cas9 递送到细胞中的不同方法。Prog Mol Biol Transl Sci,159(2018),第 157-176 页。
基因编辑是生物医学领域的一种多功能技术,可促进基础研究和临床治疗。成簇的规律间隔短回文重复序列 (CRISPR) 作为基因组编辑机制的发展加速了基因编辑的应用。然而,由于包装尺寸有限以及对某些细胞类型的效率低下,使用传统转染方法(如病毒转导和化学载体)时,CRISPR 成分的递送通常会受到影响。在这篇综述中,我们讨论了可以克服这些限制的 CRISPR 基因编辑的物理转染方法。我们概述了不同类型的物理转染方法,重点介绍了递送 CRISPR 成分的新技术,并强调了微纳米技术在提高转染性能方面的作用。我们介绍了对当前技术局限性的看法,并对物理转染方法的未来发展提供了见解。
产品编号 产品描述 单位大小 MPK1025 Neon 转染系统 10 µL 试剂盒 25 x 2 rxn MPK10025 Neon 转染系统 100 µL 试剂盒 25 x 2 rxn MPK1096 Neon 转染系统 10 µL 试剂盒 96 x 2 rxn MPK10096 Neon 转染系统 100 µL 试剂盒 96 x 2 rxn MPT100 Neon 转染管 100 管 我们鼓励您考虑转换到我们改进的 Invitrogen Neon NxT 电穿孔系统,该系统利用相同、可信赖的电穿孔技术,性能相当或更好。有关系统性能的更多信息,我们建议您查看 Neon 与 Neon NxT 比较应用说明。使用 Neon NxT 电穿孔系统,您将受益于 Neon 转染系统的以下相同方面:
手册和视频旨在作为细胞培养基础知识的介绍。手册的前四章关注细胞培养,涵盖了诸如熟悉专用于细胞培养实验的实验室要求,实验室安全,无菌技术和细胞培养的微生物污染的要求,以及提供传递,冻结和冻结和解冻培养的培养细胞的基本方法。手册的随后两章关注各种转染技术,并为选择适当的转染方法的一般指南提供了通用指南,用质粒DNA,寡核苷酸和RNA转染细胞,以及用于体外和体外和体内的培养物的培养物,并选择了反射的细胞。
11:15 – 11:40 Synthetic genetic systems for next-generation biomedicine manufacturing - David James (University of Sheffield) 11:40 – 12:05 Sequence engineering for improved developability of mAbs - Zahra Rattray (University of Strathclyde) 12:05 – 12:15 Rationalising mAb candidate screening with a single holistic developability parameter – Leon Willis (University of Leeds) 12:15 – 12:25 Biomanufacturing and formulation of magnetosome cocktails for biomedical applications - Alfred Fernández-Castané (Aston University) 12:25 -13:15 – ROUND TABLE SESSION: Handling the challenges for bioprocessing 2034 13:15 - 14:05 – POSTER SESSION & LUNCH BREAK 14:05-15:15 – Session 5 – Engineering Biology for Bioprocesssing (Chair – Mark Smales) 14:05 – 14:15 Development of High Throughput Transfection Platform using Lonza's GS PiggyBac Transposase Technology – Titash Sen (Lonza) 14:15 – 14:25 Defining and Manipulating Cellular Mechanisms Underpinning DNA Transfection Efficiency to Enhance Transient Recombinant Protein Production – James Budge (University of Kent) 14:25 – 14:50糖:甜美和简单 - 罗布·菲尔德(曼彻斯特大学)14:50 - 15:15生物生产酵母基因组中的组合设计测试 - 汤姆·埃利斯(帝国学院)会议闭幕,并获得最佳的口头和海报演示
背景:据报道,各种疾病(包括不同的癌症)中都存在异常的 DNA 甲基化模式。CRISPR/Cas9 是一种低成本、高效的基因编辑工具,最近彻底改变了生物技术。研究表明,CRISPR/Cas9 系统可以有效地靶向和纠正甲基化。目的:端粒酶对癌细胞的生存起着重要作用。它由 hTERT 基因编码。本研究评估了 CRISPR/Cas9 靶向 hTERT 治疗胶质瘤癌细胞的有效性。方法:使用携带 sgRNA 和 Cas9 杂交体的 EF1a-hsaCas9-U6-gRNA 载体转染 U87 胶质瘤细胞。研究了 4 和 8 µ g/mL 聚凝胺浓度以提高转染效率。使用实时 PCR 评估经过亚硫酸氢盐修饰的 hTERT 的表达水平。还使用流式细胞术和蛋白质印迹法来确定细胞中是否存在端粒酶。采用高分辨率熔解分析(HRM)检测hTERT启动子的甲基化情况,流式细胞术检测转染U87细胞凋亡率。结果:结果表明,gRNA显著提高了转染效果,4µg/mL聚凝胺和80µg/mL转染后,U87细胞中hTERT的表达与未转染gRNA和基底细胞相比有显著差异,流式细胞术显示转染细胞中hTERT水平降低,转染gRNA后U87细胞凋亡率高于未转染gRNA组。结论:设计的CRISPR/Cas9系统可以降低hTERT表达和端粒酶活性,从而抑制神经胶质瘤细胞生长。
恶性疟原虫中耐药性的复发性出现增加了遗传验证耐药性机制并确定新靶标的紧迫性。反向遗传学促进了基因组规模的基因敲除筛网和弓形虫弓形虫的基因组规模的敲除筛选,其中多个向量的合并转染对于增加规模和吞吐量至关重要。这些方法尚未在人类疟疾物种(如恶性疟原虫和诺尔斯氏菌)中实施,部分原因是在这些物种中可以进行合并转染的程度尚待评估。在这里,我们使用下一代测序来定量摄取94个条形码向量的池。载体采集的分布使我们能够估计寄生虫种群所取的条形码和DNA分子的数量。恶性疟原虫转染物的稀释克隆表明,单个克隆具有多达七个偶发性条形码,表明尽管转染效率低下,多个载体的摄入量经常发生。对三个光谱呈现的荧光记者的转染使我们能够评估不同的转染方法,并发现Schizont阶段转染限制了寄生虫接收多个向量的趋势。与恶性疟原虫相比,我们观察到,诺尔斯氏菌的较高转染效率导致文库几乎完全表示。这些发现对如何在可培养的质量物种中缩放反向遗传学具有重要意义。
任何基因编辑实验的关键因素是成功将向导 RNA 和 Cas9 蛋白引入细胞。因此,转染、转导和电穿孔优化对于确保高编辑效率非常重要。尤其是 Cas9 转染可能是一个具有挑战性的步骤。因此,我们提供一系列稳定表达的 Cas9 细胞系来支持您的研究需求。
► GFP 表达是选择电穿孔条件的常用工具。选择电穿孔条件时使用的有效载荷是相关的。转染 RNP 或 GFP-mRNA 时细胞活力相当 (A);然而,转染效率根据使用的有效载荷而不同,GFP-mRNA 转染在更广泛的电穿孔参数中较高,而 RNP 效率与施加的电压相关 (B)。