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通过AAV6介导的供体递送在人诱导的多能干细胞中增强的内源基因标记
在人类诱导的多能干细胞（HIPSC）中，系统地对内源性蛋白进行了带有荧光标记的内源性蛋白，可以观察到不同细胞态中的活细胞动力学。然而，通过CRISPR/CAS9诱导的编辑将氟化蛋白的精确插入到活细胞中依赖于同源指导的修复（HDR）。非同源末端连接（NHEJ）DNA修复途径通常胜过HDR，导致不可逆的内部和缺失（Indels）和低敲门效率。识别成功的HDR介导的标记事件是当目标基因在干细胞中未表达并且成功的标记可能不会立即观察到的靶基因是一个额外的挑战。为了解决这些挑战，我们使用了：1）在优化的感染多重性（MOI）下，与腺相关的病毒血清型6（AAV6）介导的DNA供体以最大的效率提供标签有效载荷； 2）滴定的多重CAS9：GRNA核糖核蛋白（RNP）量确保条件之间的HDR/indel频率平衡； 3）长放大液滴数字PCR（DDPCR），以测量编辑池中HDR产生的等位基因的频率； 4）同时推断CRISPR编辑（ICE）以检测并避免与Indels明显饱和（> 50％）。这些方法使我们能够确定有效，准确的编辑条件并恢复带有标记的单元，包括在干细胞中未表达的位点标记的单元。这些步骤共同使我们能够开发出有效的方法和工作流程，直接从具有最佳HDR和最小化indel频率的理想细胞池的克隆分离。使用这种方法，我们同时实现了荧光标记物和双重插入到四个基因中的基因，这些基因在差异过程中被打开，但最初在HIPSC中未表达，在HIPSC中，基于荧光基于荧光的标记细胞的直接选择是不可能的：TBR2，TBR2，TBXT，CDH2，CDH2，CDH2，CDH2，CDH2，CDH2（PROFEFFEREDIATION和MEGREDIATION和MEGREGRIATION和MEGRGIAL egratiation and Moggratial Genes and Cdhees and Cdhh5）and Cdhh5（cdh5）和CDH5（cdh）5（cdh）5（cdh）5（cdh5）。通过对各种GRNA序列和RNP浓度的系统评估，我们确定了达到高HDR频率的每个基因的条件，以38.6％的峰值达到峰值，同时还避免了与Inderels相关的条件，在这种情况下，很难在带有统一的等位基因中具有标记等位基因的克隆的隔离。过度，该方法提高了在hipscs中未表达的基因的荧光敲击的效率，对细胞过程的基于可靠的基于图像的观察，并可以恢复精确编辑的单声道和双重标记的克隆。我们将这些方法标准化，以产生有效且一般的工作流程，以将大型HDR介导的敲入引入HIPSC中。
通过 CRISPR 介导的同源性定向修复和双 AAV6 转导系统将嵌合抗原受体靶向递送到 T 细胞中
摘要：CAR-T 细胞疗法涉及通过在 T 细胞表面添加嵌合抗原受体 (CAR) 对 T 细胞进行基因改造，使其识别和攻击肿瘤细胞。在本研究中，我们使用 AAV 血清型 6 (AAV6) 的双重转导将抗 CD19 CAR 整合到人类 T 细胞的已知基因组位置。第一个病毒载体表达 Cas9 内切酶和针对 T 细胞受体 alpha 恒定基因座的向导 RNA (gRNA)，而第二个载体携带用于同源介导的 CAR 插入的 DNA 模板。我们评估了三种 gRNA 候选物并确定了它们在产生插入/缺失方面的效率。AAV6 成功地在体外传递了 CRISPR/Cas9 机制，双重转导的分子分析表明 CAR 转基因整合到了所需位置。与通常用于生成 CAR-T 细胞的随机整合方法相比，靶向整合到已知基因组位点可以降低插入诱变的风险，并提供更稳定的 CAR 表达水平。至关重要的是，这种方法还可以敲除内源性 T 细胞受体，从而允许从同种异体供体中提取靶细胞。这带来了令人兴奋的“现成”通用免疫疗法的可能性，这将大大简化 CAR-T 细胞的生产和给药。
使用TALEN，CRISPR-CAS9和CRISPR-CAS12A与AAV6同源性供体组合恢复XLP
X连接的淋巴细胞增生性疾病是一种罕见的遗传免疫疾病，是由SH2D1A基因中的突变或缺失引起的，它编码了细胞内适配器蛋白SAP（SLAM相关蛋白）。SAP对于介导多种关键免疫过程至关重要，并且在缺失的情况下，免疫系统（尤其是T细胞）失调。患者出现了各种临床表现，包括淋巴淋巴细胞增多症（HLH），肿瘤性肿瘤性血症，淋巴瘤和自身免疫性。治疗选择是有限的，患者很少能够在成年中生存，而没有同种异体造血干细胞移植（HSCT）。但是，此过程在不匹配的供体设置中或在有活跃的HLH的情况下会产生较差的结果，从而剩下未满足的临床需求。自体造血干细胞或T细胞疗法可以提供替代的治疗选择，从而消除了为HSCT找到合适的供体的需求，并具有出现同质性的任何风险。SAP具有严格控制的表达方式，即常规的慢病毒基因输送平台可能无法完全复制。一种基因编辑方法可以保留更多控制SAP表达的内源性调节元素，并可能提供更佳的治疗。在这里，我们评估了使用Adeno相关的Serotype 6（AAV6）基于供体模板的adeno相关病毒血清型6（AAV6）的载体，可以在SH2D1A基因座的第一个外显子上推动SAP cDNA的靶向插入SH2D1A基因座的第一个外显子的能力。所有核酸酶平台均能够具有高效率基因编辑，并使用无血清AAV6转导方案进行了优化。我们表明，通过基因编辑工具纠正的XLP患者的T细胞恢复了SAP基因表达的生理水平并恢复了SAP依赖性免疫功能，这表明XLP患者具有新的治疗机会。
优化 AAV6 转导以进行基因组编辑
。CC-BY-NC-ND 4.0 国际许可，根据 未经同行评审认证）是作者/资助者，他已授予 bioRxiv 永久展示预印本的许可。它是 预印本的版权持有者（此版本于 2021 年 5 月 3 日发布。；https://doi.org/10.1101/2021.05.03.440656 doi：bioRxiv 预印本