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在单倍体组织 - 特异性基因的强烈纯化选择支持掩盖理论
掩盖理论指出，单倍体阶段表达的基因将在更有效的选择下。在con trast中，选择在二倍体阶段表达的基因中的效率较低，在二倍体阶段，隐性有害或有益突变的适应性可能以杂合形式隐藏。这种差异可以在流动性中几个进化过程，例如维持遗传变异，适应率和遗传负荷。掩盖理论期望已在单细胞单倍体和二倍体生物中得到证实。然而，在多细胞生物（例如植物）中，单倍体选择的作用并不明确。在植物中，已经使用血管中的雄性单倍体组织进行了大量选择的研究。因此，这些系统中的证据与性选择和种内竞争的影响相混淆。其他植物群的证据很少，结果没有对掩盖理论的支持。在这里，我们使用了裸子苏格兰松树巨型植物学，母体衍生的种子单倍体组织和四个二倍体Tis SU来测试在具有组织特异性表达的一组基因上纯化选择的强度。通过使用这些基因的靶向重新定位数据，我们获得了遗传多样性，0倍和4倍位点的位点频谱的估计值，并推断了单倍体组织和二倍体组织 - 特异性基因中新突变的适应性效应的分布。我们的结果表明，在单倍体巨脂组织组织中表达的组织特异性基因纯化选择更强，并且这种强选择的信号不是由高表达水平驱动的伪像。
药物型大麻sativa L.双倍形发育。
有两个主要例子，即体细胞或配子体，每种都可以采用两种不同的发育途径：胚胎发生或De-Novo器官发生途径（Soriano等，2013; Long等，2022）。主要差异取决于可以增殖的细胞类型以及导致完全再生植物的发育途径。原始细胞可以是配子或体细胞。同时，发育途径可以涉及产生胚胎，也可以涉及不同器官中分生组织中心的分化（Lardon＆Geelen，2020）。在体细胞再生的情况下，细胞起源于二倍体植物组织。再生植物通常具有与供体植物相同的遗传特征和倍增水平，尽管此过程也可以促进由于somaclonal变异而产生具有新特征的植物（Wang＆Wang，2012;Galán-ávila等人，2020年）。
几乎无间隙，高度连续的参考基因组，用于populus ussuriensis的双倍线，使高级基因组研究
抽象的人群物种，尤其是trichocarpa，长期以来一直是基因组研究的模型树，这是由于完全测序的基因组。然而，高杂合性和重复区域的存在，包括丝粒和核糖体RNA基因簇，剩下了59个未解决的间隙，占三分法P. trichocarpa基因组的3.32％。在这项研究中，改进了愈伤组织诱导方法，以从P. ussuriensis花药中得出双倍的单倍体（DH）愈伤组织。利用长阅读测序，我们成功地组装了一个几乎没有间隙的，端粒到telomere（T2T）P。ussuriensis基因组，跨越了412.13 MB。该基因组组件仅包含7个间隙，其重叠n50长度为19.50 MB。注释显示该基因组中有34,953个蛋白质编码基因，比trichocarpa多465个。值得注意的是，中心区域的特征是高阶重复序列，我们在所有DH基因组染色体中鉴定了和注释的中心粒区域，这是杨树的第一个。衍生的DH基因组表现出与毛thocarpa的高共线性，并显着填补了后者基因组中存在的空白。此T2T P. ussuriensis参考基因组不仅会增强我们对基因组结构的理解，并在杨树属内的功能增强了我们的功能，而且还为杨树基因组和进化研究提供了宝贵的资源。
评论文章染色体加倍方法...
双单倍体技术旨在生成纯种自交系，用于基础研究和商业栽培品种。双单倍体技术首先生成单倍体植物，然后进行染色体加倍，根据每个物种的程序，染色体加倍可以分开进行，也可以重叠进行。长期以来，人们一直致力于通过雄核发育、雌核发育或孤雌生殖来生产单倍体。获得单倍体植物是第一步，由于这通常需要进一步优化，染色体加倍方法的研究已经落后。然而，染色体加倍最近重新引起了人们的兴趣，人们通过试验和优化不同的程序来提高双单倍体植物的生产率和效率。人们正在研究新的抗有丝分裂化合物和应用方法，以确保在单倍体材料再生后染色体加倍成功。此外，单倍体诱导物介导的 CRISPR/Cas9 基因组编辑系统是生产单倍体植物材料的突破性方法，对于传统单倍体再生方法无法成功的物种或顽固物种可能具有重要意义。在所有情况下，该系统的新部署都需要合适的染色体加倍方案。在这篇评论中，我们探索了现有的双单倍体和染色体加倍方法，以确定增强主要作物育种过程的机会。
圆形染色体会发生减数分裂吗？
1）单倍体圆形染色体菌株在富含营养培养基上的相反交配类型的单倍体野生型菌株配对。然后，通过在选择性培养基上生长二倍体子细胞。2）然后将二倍体通过转移到饥饿的Me di a来散发。二倍体母体菌株减数分裂是产生的单倍体产物。TETRA DS。3）单倍体细胞的生存能力通过营养素生长
爸爸不在，但父亲很重要
与大多数真核生物一样，植物携带父本和母本双重基因组。有性生殖允许遗传信息的混合，从而产生多样性，从而可以培育出具有改良农艺性状的新植物品种。然而，植物育种过程通常需要具有固定遗传物质的纯合系或自交系，以评估各种基因组合的性能。在传统育种中生成这些品系是一个耗时的过程，需要多代自交。生产双单倍体植物是获得基因组纯合品系的捷径，只需两代而不是六代或更多代即可实现 1 。玉米育种从这种双单倍体技术中受益匪浅，这要归功于单倍体诱导品系，它可以诱导种子中单倍体胚的形成 1 ( 图 1a )。胚胎发芽成携带一组母体染色体 1 的单倍体幼苗。最近，单倍体诱导系也被巧妙地重新利用，成为将基因组编辑机制引入难以转化的商业作物品种的有力工具 1,2 。尽管是植物育种和研究应用中的有力工具，但植物体内单倍体诱导的分子基础仍然不完整 1 。在本期《自然植物》杂志上，Li 等人 3 发现，突变磷脂酶 D3 基因 (ZmPLD3) 可以诱导母体单倍体胚胎，这为了解这一有趣且有用的生物过程提供了新的思路。
从 CRISPR/Cas9 介导的胡萝卜 (Daucus carota subsp. sativus) 着丝粒组蛋白 H3 (CENH3) 基因编辑中获得的见解
单倍体的产生是加速植物育种过程的最有效手段之一。在大多数作物物种中，有效的单倍体技术尚未出现或仅适用于有限的一组基因型。最近发表的关于拟南芥和玉米、小麦等主要谷类作物通过 CRISPR/Cas9 介导的着丝粒组蛋白 H3 基因 (CENH3) 编辑成功诱导单倍体的研究结果表明，这种生产单倍体植物的新方法也可能适用于胡萝卜等蔬菜物种。在这里，我们报告并总结了过去几年专注于基于 CRISPR/Cas9 编辑胡萝卜 CENH3 基因的不同实验和遗传方法。我们还描述了在胡萝卜基因组中发现的第二个 CENH3 基因位点，这使生成和分析假定的单倍体诱导基因型的尝试变得复杂。我们表明，三种不同的 CRISPR/Cas9 靶构建体（单独使用或组合使用）可以成功靶向胡萝卜 CENH3。已经发现了有希望的突变体，例如同框插入/缺失或同框删除突变体，但它们是否能成功用作假定的单倍体诱导物尚不确定。跨越 CRISPR 靶位点的扩增子的下一代测序和基于转录本的扩增子测序似乎是选择有希望的突变体、估计突变频率和首次预测涉及哪个基因的合适方法。本研究的另一个目的是用外来 CENH3 基因同时敲除和补充内源胡萝卜 CENH3 基因。利用根瘤菌将基于 CRISPR/Cas9 的胡萝卜 CENH3 敲除构建体与从人参 (Panax ginseng) 克隆的 CENH3 基因共转化。结果表明，人参 CENH3 蛋白在胡萝卜染色体的着丝粒区域内积累，表明 PgCENH3 可能是这种方法的合适候选者。然而，目前尚不清楚该基因是否在减数分裂细胞分裂过程中充分发挥作用并能够补充致死配子。本文讨论了开发基于 CENH3 的胡萝卜 HI 系统的挑战和未来前景。
诱导物的父本染色体消除引发油菜双单倍体的诱导
合成的八倍体油菜籽 Y3380 在用作花粉供体为植物授粉时可诱导母本双单倍体。但双单倍体形成的潜在机制仍不清楚。我们推测双单倍体诱导发生在诱导系的染色体传递到母本卵细胞，并通过受精形成合子时。在合子有丝分裂过程中，父本染色体被特异性地消除。在消除过程中，部分父本基因可能通过同源交换渗入母本基因组。然后，合子单倍体基因组加倍（早期单倍体加倍，EH 现象），加倍的合子继续发育成完整的胚胎，最终形成双单倍体后代。为了验证假设，本研究以八倍体Y3380品系为标记，将4122-cp4-EPSPS外源基因回交，得到六倍体Y3380-cp4-EPSPS作为父本材料，对3个不同的母本材料进行授粉。在授粉后48 h观察诱导品系与母本杂交的受精过程，受精率分别达到97.92%和98.72%。授粉12 d后，用原位PCR检测胚中存在cp4-EPSPS，授粉后13 — 23 d，F 1 胚含有cp4-EPSPS基因的概率高达97.27%，而后逐渐下降，在23 — 33 d时为0%。同时免疫荧光观察了3~29天胚胎中cp4-EPSPS的表达情况。随着胚胎的发育，cp4-EPSPS标记基因不断丢失，伴随胚胎死亡，30天后在存活的胚胎中检测不到cp4-EPSPS的存在。同时对诱导后代的SNP检测证实了双单倍体的存在，进一步表明诱导过程是由于父本染色体特异性的丧失引起的。四倍体诱导后代表现出诱导系基因位点的筛选，有杂合性，也有纯合性。结果表明，在诱导过程中，诱导系染色体被消除。
巴西手机和移植疗法学会
一种有希望的情况，必须警告单次移植仅在先前研究未交往的供体的研究之后才能将其视为治疗选择，因为该手术方式的结果通常在所有统计分析中都优越。另一种证明这一行为的一点是，与单次倍倍助理的复发率很高，这迫使我们以巨大的责任讨论这一决定，因为对复发的待遇通常非常令人沮丧6、7、8。
