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PiggyBac™转座酶
高活性 piggyBac 转座酶可促进小基因和大基因稳定整合到目标基因组中。该载体不可再生，不能在细菌中繁殖。SPB-100 – 改进的超级 piggyBac 转座酶 mRNA。序列已进行密码子优化（与 SPB-003 相比），以提供更好的 mRNA 稳定性和哺乳动物系统中的蛋白质表达。piggyBac 转座酶 mRNA 适用于无法有效转染载体 DNA 的细胞。SPB-200 – 良好制造级超级 piggyBac 转座酶 mRNA。序列已进行密码子优化，以提供更好的 mRNA 稳定性和哺乳动物系统中的蛋白质表达。piggyBac 转座酶 mRNA 适用于无法有效转染载体 DNA 的细胞。它非常适合将细胞系用于下游制造的应用，即需要 GMP 起始材料的研究和主细胞库。
Plodia Pantry中有效的多动性Piggybac转基因...
虽然基于Piggybac转座子的转基因被广泛用于各种新兴模型生物，但其在黄油环和飞蛾中相对较低的换位速率却阻碍了其用于鳞翅目常规遗传转化的使用。在这里，我们测试了密码子优化的多活跃pigbac转座酶（hypbase）mRNA形式的适用性，以将转基因盒递送和整合到储藏室的基因组中。与供体质粒共同注射，成功整合了1.5 - 4.4 kb的表达盒，驱动荧光标记物EGFP EGFP，DSRED或EYFP与3XP3启动子中的眼睛和Glia中的EYFP。从72小时的胚胎和幼虫，pupae和携带隐性白眼突变的成年人中，可以从72小时的胚胎中检测到转基因在G 0中的体细胞整合和表达。总体而言，注射卵中有2.5％存活到具有镶嵌荧光的成年成年人中。随后的荧光G 0创建者脱离了3xp3 :: eGFP和3xp3 :: eyfp的单插入副本，并产生了稳定的同源线。表达3xp3 :: DSRED的G 0创始人的一小部分G 0的随机跨跨跨跨，产生了一个稳定的转基因线，以一个以上的转基因插入位点分离。我们讨论了如何使用hypbase在Plodia和其他飞蛾中产生稳定的转基因资源。
piggyBac转座子介导的普通狨猴胚胎基因转移方法的优化
建立人类疾病的非人灵长类动物模型对于开发治疗策略尤其是神经退行性疾病的治疗策略非常重要。普通狨猴作为一种新的实验动物模型引起了人们的关注，许多转基因狨猴都是通过慢病毒载体介导的转基因产生的。然而，慢病毒载体在转基因应用中的长度限制为 8 kb 以下。因此，本研究旨在优化 piggyBac 转座子介导的基因转移方法，其中将长度超过 8 kb 的转基因注射到狨猴胚胎的卵周隙中，然后进行电穿孔。我们构建了一个携带阿尔茨海默病基因的长 piggyBac 载体。使用小鼠胚胎检查了 piggyBac 转基因载体与 piggyBac 转座酶 mRNA 的最佳重量比。在注射 1000 ng 转基因和转座酶 mRNA 的胚胎中，70.7% 的胚胎干细胞确认转基因整合到基因组中。在这些条件下，将长转基因引入狨猴胚胎。转基因引入处理后，所有胚胎均存活，70% 的狨猴胚胎中检测到了转基因。本研究开发的转座子介导的基因转移方法可应用于非人类灵长类动物以及大型动物的遗传修饰。
便携式移动步态监视器系统基于用于监视步态和电力电子
在1981年，埃文斯（Evans）和马丁（Martin）分离并建立了小鼠胚泡的内部细胞质量（ICM）分离和建立的胚胎干细胞（ESC）线[1，2]。thomson等人成功地隔离了人类ESC（HESC）。[3]在1998年，HESC提供了研究人类胚胎发育和再生医学的无与伦比的工具[4]。此外，分别在2006年和2007年分别产生了小鼠诱导的绒毛干细胞（MIPSC）[5]和人IPSC（HIPSC）[6，7]。ESC和IPSC的两个关键特征是自我更新，具有不合时宜和多能性的能力以及在适当的培养条件下脱离各种组织细胞类型的能力。作为多能干细胞（PSC）的主要类型，ESC和IPSC提供了研究基因功能的强大工具。特别是，HIPSC对生成患者特异性人PSC（HPSC）的巨大希望[8]。除了PSC外，其他类型的干细胞被广泛使用，例如间充质干细胞（MSC）[9]，造血干细胞（HSC）[10]和精子型
使用PiggyBac高效的转基因小鼠产生及其在创始人生成的快速表型
预印本（未通过同行评审认证）是作者/资助者。保留所有权利。未经许可就不允许重复使用。该版本的版权持有人于2023年12月10日发布。 https://doi.org/10.1101/2023.12.10.570953 doi：Biorxiv Preprint
![植物生物技术。 23.0525a（2023）[adv.pub。]](/simg/g:\will\search\icon\source\d\d487db999e4f1cf93c146fa75cd24c27419e4718.webp)
植物生物技术。 23.0525a（2023）[adv.pub。]
抽象的转座子是移动遗传元件，可以移动到基因组或基因组之间的不同位置。长期以来，它们一直用作基因工程的工具，包括在各种生物中的转基因，插入诱变和标记切除术。源自白菜循环飞蛾的Piggybac转座子是有史以来最有前途的转座子工具之一，因为PiggyBac的优势是它可以转置而不会在切除的地点留下足迹。将Piggybac Transoson应用于植物中的精确基因组编辑，我们证明了从集成到水稻基因组中的转基因基因座的有效且精确的Piggybac Transposon切除。此外，只能通过同源重组介导的基因靶向靶靶标的精确基因修饰的结合以及使用PiggyBac Transposion通过大米中的piggyBac转置从靶基因座进行切除，从而实现了仅将所需点突变引入靶基因。此外，我们为piggybac介导的转带系统设计了序列特异性核酸酶的临时表达，以消除从宿主基因组中的转基因，而无需在成功诱导靶向诱变通过序列特异性核酸盐中促进靶向诱变后，在未经不必要的序列中使用。在这篇综述中，我们总结了我们以前的作品以及Piggybac Transposon基因工程的未来前景。
审查Piggybac转座子在干细胞中基因组操纵的文章应用
简单的摘要：母体提供的mRNA和蛋白质（称为母体因素）由斑马鱼中的14,000多个编码基因产生。他们在控制卵母细胞的形成和早期胚胎的发展方面扮演着独家角色。这些母体因素还可以补偿其相应的二胞基因产物功能的丧失。因此，消除母体和二氏基因产物对于阐明超过一半的斑马鱼基因的功能至关重要。但是，灭活母体因素总是具有挑战性的，因为传统的遗传方法在技术上要求或耗时。我们最近的工作建立了一种快速的条件敲除方法，以产生一个鱼类中产生母体或母体和鸡叶突变体。在这里，我们进一步测试了这种方法的可行性，以同时淘汰具有功能性冗余的两个母体基因。作为原理的证明，我们第一次成功地为DVL2和DVL3A基因生成了双母体突变体胚胎。通过这种方法获得的突变胚胎中的细胞运动缺陷模仿了在先前报道的镶嵌策略之后进行了几个月耗时筛查后产生的真正突变胚胎。因此，该方法有可能加快寄生虫基因的功能研究。
CRISPR介导的Brugia Malayi的转染
由于这些生物的困难生物学，反向遗传学在人类丝状寄生虫中的应用滞后。最近，我们开发了一种共同培养系统，该系统允许转染Brugia Malayi的感染性幼体阶段并有效地发展为Fecund成年人。这是开发基于Piggybac Transposon的工具包的，该工具包可用于生产具有稳定整合到寄生虫基因组中的转基因序列的寄生虫。然而，PiggyBac系统通常已被基于群的常规间隔短篇小学重复序列（CRISPR）技术取代，这允许精确编辑基因组。在这里，我们报告了适应b。马来语用于CRISPR介导的敲入插入寄生虫基因组。在b的基因间区域中鉴定出合适的CRISPR插入位点。马来语基因组。修改了双重记者Piggybac载体，用插入位点的序列替换了Piggybac倒的末端重复区域。b。用合成引导RNA，修饰的质粒和cas9核酸酶转染马来语或其。将转染的寄生虫植入沙鼠中，并允许发展为成年人。后代微丝菌进行了筛选，并筛选了质粒中编码的分泌的荧光素酶报告器的表达。发现大约3％的微丝虫分泌荧光素酶；所有这些都包含插入寄生虫基因组中预期位置的转基因序列。这些数据表明CRISPR可用于修改B的基因组。使用适配器介导的PCR测定法，检查了转基因微丝菌是否存在关闭目标插入；没有发现脱靶插入。马来语，开辟了精确编辑这种重要人类丝状寄生虫的基因组的道路。
寻找并切割转移 (FiCAT) 哺乳动物基因组工程
虽然存在多种用于小等位基因基因组编辑的技术，但仍然缺乏用于在哺乳动物基因组中靶向整合大 DNA 片段的强大技术。在这里，我们开发了一种基因传递工具 (FiCAT)，它结合了 CRISPR-Cas9（发现模块）的精确度和工程化 piggyBac 转座酶（切割和转移模块）的有效载荷转移效率。FiCAT 结合了 Cas9 DNA 扫描和靶向 DNA 的功能以及 piggyBac 供体 DNA 处理和转移能力。PiggyBac 功能域经过工程设计，可提高靶向整合率，同时减少脱靶事件。我们展示了在细胞（人类（Hek293T、K-562）和小鼠（C2C12））和小鼠肝脏体内有效传递和可编程插入小型和大型有效载荷。最后，我们通过生成 394,000 个变体的靶向多样性并进行 4 轮进化，开发出更高效的 FiCAT 版本。在这项工作中，我们开发了一种在哺乳动物基因组中精确、有效地靶向插入多千碱基 DNA 片段的方法。
通过基因打靶和随后的单链退火介导的标记基因切除，在植物中对 miRNA 靶位进行精确的基因组编辑
基因打靶 (GT) 能够使用供体 DNA 作为模板进行精确的基因组修饰（例如，引入碱基替换）。结合用于选择 GT 细胞的选择标记的干净切除，GT 有望成为一种标准的、普遍适用的碱基编辑系统。之前，我们展示了通过 piggyBac 转座子从水稻中 GT 修饰的位点进行标记切除。然而，piggyBac 介导的标记切除的局限性在于它只能识别 TTAA 序列。最近，我们提出了一种新颖的通用精确基因组编辑系统，该系统由 GT 和随后的单链退火 (SSA) 介导的标记切除组成，原则上不受靶序列的限制。在本研究中，我们将碱基替换引入了 OsCly1 基因的 microRNA miR172 靶位点，OsCly1 基因是参与闭花授粉开花的大麦 Cleistogamy1 基因的直系同源物。为确保有效的 SSA，GT 载体在选择标记的两端都含有 1.2 kb 的重叠序列。使用带有重叠序列的载体进行正负选择介导的 GT 的频率与使用不带重叠序列的 piggyBac 介导的标记切除载体的频率相当，在 T 0 代中，SSA 介导的标记切除频率计算为 ∼ 40%。这个频率被认为足以产生无标记细胞，尽管它低于使用 piggyBac 介导的标记切除的频率（接近 100%）。到目前为止，使用碱基编辑器和基于 CRISPR/Cas9 的 prime 编辑系统在目标基因的不连续多个碱基中引入精确替换已经相当困难。在这里，利用 GT 和我们的 SSA 介导的标记切除系统，我们成功地在 OsCly1 基因的 miR172 靶位点上不仅实现了单个碱基的精确替换，而且还实现了人工不连续的多个碱基的精确替换。