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Hirschfeldia incana 的基因组序列，一种提高光合作用利用效率的十字花科新模型
光合作用是维持植物和人类生命的关键过程。提高农作物的光合能力是增加其产量的一种有吸引力的方法。虽然光合作用的核心机制在 C3 植物中高度保守，但这些机制非常灵活，允许光合特性存在相当大的多样性。这种多样性之一是在高辐照度下保持较高的光合光能利用效率，正如在少数特殊的 C3 物种中发现的那样。十字花科的一种植物 Hirschfeldia incana 就是这样一种特殊的物种，由于它易于生长，因此是研究这种性状的遗传和生理基础的绝佳模型。在这里，我们展示了 H. incana 的参考基因组，并证实了其较高的光合光能利用效率。尽管 H. incana 是十字花科中迄今为止光合速率最高的，但与其密切相关的 Brassica rapa 和 Brassica nigra 的光饱和同化率也很高。H. incana 基因组已通过大规模染色体重排、物种特异性转座子活性和重复基因的差异保留与 B. rapa 和 B. nigra 基因组广泛分化。H. incana 、B. rapa 和 B. nigra 中参与光合作用和/或光保护的重复基因在拷贝数和基因表达之间表现出正相关，这为这些物种高光合效率的潜在机制提供了线索。我们的研究表明，H. incana 基因组是研究高光合光能利用效率的进化和提高作物物种光合速率的宝贵资源。
全基因组 CRISPR 筛选揭示了家蚕细胞活力和抗非生物和生物胁迫所必需的基因
高通量基因筛选是一种强大的方法，可用于在全基因组范围内研究基因功能并识别对某些压力负责的基因。在这里，我们开发了一种 piggyBac 策略，可将汇集的 sgRNA 文库稳定地递送到细胞系中。我们使用这种策略在家蚕细胞中进行基于全基因组成簇的规律间隔短回文重复技术 (CRISPR)-Cas9 的筛选。我们首先构建了一个包含 94,000 个 sgRNA 的单向导 RNA (sgRNA) 文库，该文库靶向 16,571 个蛋白质编码基因。然后，我们使用 piggyBac 转座子在 BmE 细胞中生成敲除集合。我们确定了 1006 个在正常生长条件下对细胞生存至关重要的基因。在已确定的基因中，82.4%（829 个基因）与七种动物物种中的必需基因同源。我们还确定了 838 个基因，它们的缺失促进了细胞生长。接下来，我们分别使用温度和杆状病毒对生物或非生物胁迫进行了针对特定环境的阳性筛选，从每个筛选中确定了几个关键基因和途径。总之，我们的结果为家蚕基因组的功能注释和解释导致各种条件的关键基因提供了一个新颖而通用的平台。这项研究还展示了在非模式生物中进行全基因组 CRISPR 筛选的有效性、实用性和便利性。
植物着丝粒的结构、功能和进化
着丝粒是真核染色体的重要区域，负责形成着丝粒复合体，在细胞分裂过程中与纺锤体微管连接。值得注意的是，尽管着丝粒在染色体分离中保持保守功能，但其底层 DNA 序列在物种内和物种间都存在差异，并且主要是重复性的。着丝粒的重复内容包括高拷贝串联重复序列（卫星）和/或特定的转座子家族。着丝粒的功能区域由特定组蛋白 3 变体 (CENH3) 的加载定义，该变体使着丝粒成核并显示动态调节。在许多植物中，着丝粒由卫星重复阵列组成，这些阵列的 DNA 甲基化程度高，并被嗜着丝粒的逆转录转座子侵入。在某些情况下，逆转录转座子成为 CENH3 加载的位点。我们回顾了植物着丝粒的结构，包括单着丝粒、全着丝粒和元多着丝粒结构，这些结构在染色体上着丝粒附着位点的数量和分布上有所不同。我们讨论了 CENH3 负荷的变化如何在植物胚胎发生早期细胞分裂过程中驱动基因组消除。我们回顾了表观遗传状态如何影响着丝粒身份，并讨论了试图解释跨物种观察到的着丝粒序列快速变化的进化模型，包括重组的潜在作用。我们概述了可能在着丝粒内起作用的假定选择模式，以及重复序列在驱动着丝粒进化周期中的作用。虽然我们的主要重点是植物基因组，但我们将其与动物和真菌着丝粒进行了比较，以得出着丝粒结构和功能的真核生物范围的视角。
植物着丝粒的结构、功能和进化
着丝粒是真核染色体的重要区域，负责形成着丝粒复合体，在细胞分裂过程中与纺锤体微管连接。值得注意的是，尽管着丝粒在染色体分离中保持保守功能，但其底层 DNA 序列在物种内和物种间都存在差异，并且主要是重复性的。着丝粒的重复内容包括高拷贝串联重复序列（卫星）和/或特定的转座子家族。着丝粒的功能区域由特定组蛋白 3 变体 (CENH3) 的加载定义，该变体使着丝粒成核并显示动态调节。在许多植物中，着丝粒由卫星重复阵列组成，这些阵列的 DNA 甲基化程度高，并被嗜着丝粒的逆转录转座子侵入。在某些情况下，逆转录转座子成为 CENH3 加载的位点。我们回顾了植物着丝粒的结构，包括单着丝粒、全着丝粒和元多着丝粒结构，这些结构在染色体上着丝粒附着位点的数量和分布上有所不同。我们讨论了 CENH3 负荷的变化如何在植物胚胎发生早期细胞分裂过程中驱动基因组消除。我们回顾了表观遗传状态如何影响着丝粒身份，并讨论了试图解释跨物种观察到的着丝粒序列快速变化的进化模型，包括重组的潜在作用。我们概述了可能在着丝粒内起作用的假定选择模式，以及重复序列在驱动着丝粒进化周期中的作用。虽然我们的主要重点是植物基因组，但我们将其与动物和真菌着丝粒进行了比较，以得出着丝粒结构和功能的真核生物范围的视角。
针对纤维板层肝细胞癌中的 BCL-XL
引言纤维板层肝细胞癌 (FLC) 是一种罕见且通常是致命的青少年和青年原发性肝癌 (1, 2)。手术切除是目前 FLC 的标准治疗方法；然而，这不足以治愈局部晚期或转移性疾病患者。目前尚无被证实有效的 FLC 全身疗法，尽管目前的临床研究评估了化疗、免疫疗法和靶向疗法的各种组合的效用 (1)。FLC 是由于 19 号染色体的 1 个拷贝中缺失约 400 kB 所致，这导致 DNAJB1 的第一个外显子（热休克蛋白 40 (Hsp40)）取代了 PRKACA 的第一个外显子（蛋白激酶 A 的催化亚基）。由此产生的 DNAJB1-PRKACA 是恶性基因组中发现的唯一复发性结构重排 (3–5)。使用 CRISPR-Cas9 重建产生融合嵌合体的约 400 kB 缺失足以在小鼠模型中重现 FLC (6, 7)。此外，使用睡美人转座子直接表达嵌合体会产生 FLC 样肿瘤 (7)，这表明嵌合融合蛋白的表达，而不是其他蛋白质的缺失，是 FLC 的致癌驱动因素。目前治疗 FLC 的主流方法是基于将其归类为亚变异型肝细胞癌 (HCC) (8)。然而，FLC 与 HCC 不同，具有独特的病理学分子驱动因素和独特的组织病理学特征。此外，HCC 导向疗法尚未证明对 FLC 有效。因此，许多研究人员已开始评估 FLC 中过度表达的致癌通路，包括极光激酶 A、EGFR、mTOR 和芳香酶 (9–11)。不幸的是，针对这些途径的方法尚未证明有希望进行进一步研究（12，13）。为了找到新的有效治疗方法，我们进行了一项无偏见的
研究文章 胱天蛋白酶对不同 DNA 底物的整合可通过与 Cas9 融合在体外靶向 R 环
CRISPR 系统通过 Cas1–Cas2 蛋白复合物催化的 DNA 捕获和整合建立针对移动遗传元件的适应性免疫。最近的研究表明，CRISPR 重复序列和适应模块起源于一种称为 Casposons 的新型 DNA 转座子。Casposons 编码一种称为 Casposase 的 Cas1 同源物，它单独整合到含有来自 Casposons 的末端倒置重复序列 (TIR) 的靶分子单链和双链 DNA 中。最近的一项研究表明，Methanosarcina mazei casposase 能够整合随机 DNA 寡核苷酸，在本研究中我们使用了 Acidoprofundum boonei casposase，从中我们还观察到了混杂的底物整合。在这里，我们首先表明 Acidoprofundum boonei casposase 的底物灵活性扩展到没有 TIR 的 DNA 随机整合，包括功能基因的整合。然后，我们利用这一点研究将casposase催化的DNA整合反应靶向特定的DNA位点，从而允许插入特定的DNA有效载荷。Casposase-Cas9融合蛋白经过设计，在体外具有催化能力，可以从短合成DNA或基因（有或没有TIR）生成RNA引导的DNA整合产物。然而，由于casposase部分的竞争性背景活性，DNA整合仍可能在无人引导的情况下发生。Casposase-dCas9在大肠杆菌细胞中的表达有效地靶向了染色体和质粒lacZ，这通过降低的β-半乳糖苷酶活性显示出来，但未检测到DNA整合。casposase的混杂底物整合特性使其成为潜在的DNA插入工具。Casposase-dCas9融合蛋白可以作为开发不依赖于同源性指导的DNA修复的DNA插入基因编辑的原型。
通过耦合Cre-lox和CRISPR的细菌基因组编辑...
过去十年是微生物学的黄金时代，其标志是发现新型细菌数量的前所未有的增加。却获得对这些生物的生物学知识并没有跟上测序努力的步伐。要解锁这种遗传潜力，迫切需要通用（即特定于非物种的）基因工具盒。最近，我们开发了一种方法，称为底盘独立的重组酶 - 介绍的基因组工程（CARGAGE），从而使大型复杂基因簇的整合和表达直接直接进入多种细菌的染色体中。在这里，我们通过合并CRISPR-CAS9来扩展这项技术，从而允许多种细菌物种进行精确的基因组编辑。为此，我们开发了一个载有一个野生型和两个突变的LOX位点的着陆板，以通过旋转重组酶介导的盒式盒式磁带（RMCE）在两个位置整合外源DNA。第一个RMCE事件是整合Cas9和DNA修复蛋白基因的恢复，第二个RMCE事件使定制的SGRNA和修复模板可以集成。在此工作流程之后，我们在四个不同的γ-细菌特征中获得了精确的基因组编辑。我们还表明，插入的着陆垫和整个编辑机器可以在编辑后无稀有地删除。我们在这里报告了单个降落垫转座子的构建，并证明了其在多种物种之间的功能。降落垫和附件向量的模块化设计允许以类似方式设计和组装其他生物体的基因组编辑平台。我们认为，这种方法将大大扩展可容纳遗传操作的细菌清单，并提供了提高我们对微生物世界的理解的手段。
第 14 章 CRISPR/Cas13：一种用于植物 RNA 编辑的新型新兴工具
摘要 成簇的规律间隔短回文重复序列（CRISPR）和CRISPR相关蛋白（Cas）是细菌和古菌中对抗入侵核酸和噬菌体的适应性免疫系统。根据效应蛋白的组成，CRISPR/Cas大致分为多种类型和亚型。其中，VI型CRISPR/Cas系统尤受关注，有VI-A、VI-B、VI-C和VI-D四个亚型，被认为从转座子进化而来。这些亚型在结构架构和机制上表现出差异，具有多种Cas13a（C2c2）、Cas13b1（C2c6）、Cas13b2（C2c6）、Cas13c（C2c7）和Cas13d效应蛋白。CRISPR/Cas13 核糖核酸酶将前 crRNA 加工成成熟的 crRNA，后者在病毒干扰过程中靶向并敲除噬菌体基因组的单链 RNA。这种蛋白质的高特异性 RNA 引导和 RNA 靶向能力使其能够与多种效应分子融合，为 Cas13 介导的 RNA 靶向、追踪和编辑领域开辟了新途径。CRISPR/Cas13 具有靶向包括植物在内的 RNA 的独特功能，因此可以用作一种新的工具，用于工程干扰植物病原体（包括 RNA 病毒），具有更好的特异性，并可用于植物中的其他 RNA 修饰。荧光探针标记的失活可编程 Cas13 蛋白可用作体外 RNA 研究的替代工具。工程化的 Cas13 也可用于可编程的 RNA 编辑。CRISPR/Cas13 的高靶向特异性、低成本和用户友好的操作使其成为多种基于 RNA 的研究和应用的有效工具。因此，本章的重点是 CRISPR/Cas 系统的分类、VI 型 CRISPR/Cas 系统的结构和功能多样性，包括其发现和起源、机制以及 Cas13 在植物 RNA 编辑中的作用。
叶绿体ATP合酶生物发生需要外围茎亚基ATPF和ATPG，以及通过OPR蛋白MDE1
叶绿体ATP合酶包含质体和核遗传来源的亚基。为了研究这种复合物的协调生物发生，我们通过筛选绿色藻类衣原体中的新型ATP合酶突变体，通过筛选高光灵敏度。我们在这里报告了影响两个外围茎亚基B和B 0的突变体的表征，该突变体由ATPF和ATPG基因编码，以及三个鉴定核因子MDE1的独立突变体，这些突变体稳定叶绿体编码的ATPE mRNA所需的核因子MDE1。全基因组测序显示在ATPG的3 0 UTR中插入了转座子插入，而质谱显示在此敲低ATPG突变体中，功能性ATP合酶的一小部分积累。相反，通过CRISPR-CAS9基因编辑获得的敲除ATPG突变体，完全防止ATP合酶功能和积累，这也是在ATPF框架转移突变体中观察到的。与主要类囊体蛋白酶的FTSH1-1突变体穿越ATP合酶突变体将ATPH鉴定为FTSH底物，并表明FTSH显着促进了ATP合酶亚基的一致积累。在MDE1突变体中，不存在ATPE转录物完全阻止ATP合酶的生物发生和光合作用。使用嵌合ATPE基因营救ATPE转录本的积累，我们证明了一种新型的八度肽重复（OPR）蛋白MDE1遗传靶向ATPE 5 0 UTR。从主要内部生物生物症（〜1.5 Gy）的角度来看，将MDE1募集到其ATPE靶标招募了一个核/叶绿体相互作用的典范，这些相互作用是在最近进化的，在叶绿体的祖先中，我的cs cs cs exestor higlophyceae的祖先，〜300。
通过基因打靶和随后的单链退火介导的标记基因切除，在植物中对 miRNA 靶位进行精确的基因组编辑
基因打靶 (GT) 能够使用供体 DNA 作为模板进行精确的基因组修饰（例如，引入碱基替换）。结合用于选择 GT 细胞的选择标记的干净切除，GT 有望成为一种标准的、普遍适用的碱基编辑系统。之前，我们展示了通过 piggyBac 转座子从水稻中 GT 修饰的位点进行标记切除。然而，piggyBac 介导的标记切除的局限性在于它只能识别 TTAA 序列。最近，我们提出了一种新颖的通用精确基因组编辑系统，该系统由 GT 和随后的单链退火 (SSA) 介导的标记切除组成，原则上不受靶序列的限制。在本研究中，我们将碱基替换引入了 OsCly1 基因的 microRNA miR172 靶位点，OsCly1 基因是参与闭花授粉开花的大麦 Cleistogamy1 基因的直系同源物。为确保有效的 SSA，GT 载体在选择标记的两端都含有 1.2 kb 的重叠序列。使用带有重叠序列的载体进行正负选择介导的 GT 的频率与使用不带重叠序列的 piggyBac 介导的标记切除载体的频率相当，在 T 0 代中，SSA 介导的标记切除频率计算为 ∼ 40%。这个频率被认为足以产生无标记细胞，尽管它低于使用 piggyBac 介导的标记切除的频率（接近 100%）。到目前为止，使用碱基编辑器和基于 CRISPR/Cas9 的 prime 编辑系统在目标基因的不连续多个碱基中引入精确替换已经相当困难。在这里，利用 GT 和我们的 SSA 介导的标记切除系统，我们成功地在 OsCly1 基因的 miR172 靶位点上不仅实现了单个碱基的精确替换，而且还实现了人工不连续的多个碱基的精确替换。