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World File Search System转导
光转导基因和感光细胞的前脑前诊所起源
图1。光转传成分基因家族和真核生物中的分布的进化史。重建了所有常见（a），横幅特异性（b）和睫状特异性（c）成分的每个基因家族的演变（每个部分顶部的基因树），并且它们的分布均映射在eukarya的主要群体中（每个部分左侧的物种树）。的存在用一个完全彩色的圆表示。在每个基因家族中，含有D. melanogaster（红色），H。sapiens（绿色）或（蓝色）基因（S）在光转传途径中起作用的（蓝色）基因（S）的感兴趣的亚家族。在几个基因家族中，根据系统发育，某些注释较差的序列与感兴趣的群体非常遥远。这些进化枝被标记为“不确定”。实际上，它们可以代表基因家族的真正相关成员，因为它们是在数据挖掘过程中检索并在管道期间保留的。但是，不能排除他们宁愿属于另一个基因家族。
成纤维细胞机械转导网络预测机械适应性梗塞治疗的目标
摘要 心肌梗死后对纤维化进行区域控制对于维持梗死区的结构完整性和防止非梗死区胶原蛋白积聚至关重要。心脏成纤维细胞根据生化和生物力学信号调节基质周转，但信号通路之间复杂的相互作用阻碍了开发局部疤痕形成疗法的努力。我们采用了基于逻辑的成纤维细胞机械化学信号转导常微分方程模型来预测基质蛋白在典型生化刺激和机械张力下的表达。机械化学相互作用的功能分析表明，存在广泛的通路串扰，张力会放大、抑制或逆转对生化刺激的反应。全面的药物靶标筛选确定了 13 种机械适应性疗法，这些疗法可在需要的区域促进基质积聚，并在不需要的区域降低基质水平。我们的预测表明，机械-化学相互作用可能介导许多组织中的细胞行为，并证明多通路信号网络在发现针对特定疾病状态的治疗方法方面的效用。
电脉冲暴露减少了转导HEPG2细胞所需的AAV8剂量
我们证明，在存在增强的绿色荧光蛋白（EGFP）表达腺体相关病毒（AAV8）载体的情况下，将电场脉冲在体外施加到肝细胞，使给定的传输水平与HISPATOCYCYP相比，将腺相关的病毒量（AAV8）降低了50-折叠式的电气量不超过50-折叠量。 接触。我们在标准井板中的8个暴露条件下进行了48个实验观测。电脉冲暴露涉及具有375 V/ cm场强度的单个80-MS脉冲。我们的研究表明，电脉冲暴露会导致细胞中EGFP的表达增强，这表明转导效率提高。如果成功地转换为体内环境，在我们的研究中观察到的增强转导将是一种有希望的迹象，证明了AAV载体所需剂量的潜在减少。对电场脉冲对体外AAV转导的影响是重要的前一步。
KCNN4 将 PIEZO 依赖的机械转导与 NLRP3 炎症小体激活联系起来
PBOB KCNN4-EGFP F2 5'AACCCAGCCAGCAGTCCAAGATGGTGAGCAAGG GCGAGGAGCTGT 3' PBOB KCNN4-EGFP R2 5'CTACTTGTACAGCTCGTCCATGCCG 3' pBOB-jGCaMP7s-F 5'ATGGGTTCTCATCATCATCATC 3' pBOB-jGCaMP7s-R 5'TTACTTCGCTGTCACTATTG TACA 3'mNlrp3 R258W-F 5'TATCCACTGCTGGGAGGTGAGCCTC 3' mNlrp3 R258W-R 5'GAGGCTCACCTCCCAGCAGTGGATA 3' mNlrp3 D301N-F 5'TGGATGGCTTTAATGAGCTACAAGG 3' mNlrp3 D301N-R 5'CCTTGTAGCTCATTAAAGCCATCCA 3' mNlrp3 T 346M-F 5'CTGCTCATAACGATGAGGGCCGGTAG 3' mNlrp3 T346M-R 5'CTACCGGCCTCATCGTTATGAGCAG 3' 409
剪切和静液压应力调节胎儿心脏瓣膜通过YAP介导的机械转导
抽象在临床上严重的先天性心脏瓣膜缺陷是由于不当生长和对传单中的心内膜垫子的重塑而产生的。遗传突变已经进行了广泛的研究，但解释了不到20％的病例。通过跳动心脏产生的机械力驱动瓣膜开发，但是这些力如何共同确定阀生长和重塑，仍然是全面了解的。在这里，我们将这些力对阀尺寸和形状的影响解散，并研究YAP途径在确定大小和形状中的作用。低振荡性剪切应力促进瓣膜内皮细胞（VEC）的YAP核易位，而高单向剪切应力限制了细胞质中的YAP。瓣膜间质细胞（VIC）中的静水压缩应力激活的YAP，而拉伸应力停用的YAP。yap激活促进了VIC增殖并增加了瓣膜大小。虽然YAP抑制增强了VEC和受影响瓣膜形状的细胞细胞粘附的表达。最后，在雏鸡胚胎心脏中进行左心房连接，以操纵体内剪切和静水压力。左心室中的受限流动引起的球状和不塑性的左室（AV）阀具有抑制YAP表达。相比之下，持续YAP表达的右AV阀正常增长和细长。这项研究建立了一个简单而优雅的机械生物学系统，通过该系统的转导局部应力调节瓣膜的生长和重塑。该系统将传单带入室发育的适当尺寸和形状，而无需使用遗传规定的时序机制。
靶向 Janus 激酶和信号转导及转录激活因子 3 治疗炎症、纤维化和癌症：原理、进展和 C
摘要................. ... ................. ... 488 A. 经典 Janus 激酶/信号转导和转录激活因子 3 信号传导 ..................................488 1. Janus 激酶........................................................................................................................................................488 2. 信号转导和转录激活因子蛋白.................................................................................................................................. . . . . . . . . 489 3. 典型 Janus 激酶/信号转导和转录激活因子 3 信号的负向调控. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 490 4. 信号转导和转录激活因子 3 的翻译后修饰. . . . . . . . . . ................. ... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 492 1. 磷酸酪氨酸 705 – 未磷酸化的信号转导子和转录激活子3. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 492 2. 线粒体信号转导子和转录激活子3. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 493 3. 血小板中的支架功能. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。 。. . . . . . . . . . . . 494 A. Janus 激酶/信号转导和转录激活因子 3 在造血和免疫细胞功能中的作用. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ................. ... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ................. ... .................................................................................................................................................................. 499 8. CD81T 细胞.................................................................................................................................................................... .... 499 8. CD8 1 T 细胞. .... 499 8. CD8 1 T 细胞. ...
AAV-RPGR 基因治疗 RPGR 相关 X 连锁...
图 4. AAV-RPGR ORF15L 恢复 RPGR-KO RO 中的 RPGR 功能特性。（A）对 WT、未转导和 AAV-RPGR ORF15L 处理的 RPGR-KO 类器官中的 RPGR 谷氨酰化进行 WES 分析。（B）以 RPGR：β-微管蛋白比率计算的 WES RPGR 谷氨酰化水平量化表明，与未转导的 RO 相比，AAV-RPGR ORF15L 处理的 RPGR-KO RO 中的 RPGR 谷氨酰化增加。n=3-6 RO，** 与未转导 RO 相比 p<0.01。（C）对 WT、未转导的 RPGR-KO 和 AAV-RPGR ORF15L 处理的 d160 RO 中的 RGPR-GT335 共定位进行 IF 分析。比例尺 = 20μm。 (D) RPGR-GT335 共定位的量化。n=2-3 RO。*** p<0.001，**** p<0.0001 vs 非转导 RO。(E) WT、非转导 RPGR-KO 和 AAV-RPGR ORF15L 处理的 d160 RO 中 RGPR-GT335 共定位的 IF 分析。视网膜外核区域 (ONL) 以橙色箭头表示。比例尺 = 40μm。(F) 视紫红质错误定位的量化，分析为 ONL 中高于阈值的像素。n=2-3 RO。** p<0.01 vs 非转导 RO。
体外修饰细胞疗法的进展
英国，伦敦大学学院 GOS 2 号儿童健康研究所，英国伦敦基因疗法使用自体离体基因修饰的 CD34 + 造血干细胞 (HSC) 移植作为治疗一系列单基因疾病的方法，现在已通过多项临床研究和监管部门的批准，因其变革潜力而得到认可。尽管基因疗法的商业化取得了重大进展，但患者可及性的主要障碍是目前制造 GMP 级慢病毒 (LV) 载体的能力有限，以及生产基因和细胞疗法所产生的相应高昂成本。此外，还需要为成年患者（例如患有 X 连锁慢性肉芽肿病 (X-CGD) 的患者）制造更多基因修饰的 HSC，以及用于患者群体较大的适应症。因此，降低载体需求和商品成本是基因疗法商业化的关键挑战。转导增强剂的应用使得可以使用更少量的 LV 载体来实现相同的基因修饰细胞产量。几种增强剂化合物已常规应用于临床基因和细胞治疗制造，以改善病毒在不同细胞水平上的转导过程，例如病毒附着、载体进入和基因组整合。为了开发一种优化的 LV 转导 HSC 方案，我们筛选了 20 多种市售和新型候选化合物，以增强活性，单独使用或组合使用以针对不同的病毒转导途径。我们全面调查了这些增强剂可实现的转导效率 (TE) 和载体拷贝数 (VCN) 的改善情况，使用临床级治疗性 LV 载体，通过缩小高通量和临床规模的转导过程进行 HSC 基因治疗药物产品制造。然后评估了最有效的增强剂组合与其他已知转导培养过程修改的兼容性，以开发一种优化的 HSC 转导方案。对增强剂处理的 HSC 进行了广泛的体外和体内表征，包括 RNAseq 转录分析和小鼠竞争性植入研究。我们在此描述了 J-Boost，它是一类新型转导增强剂（二嵌段共聚物，PCT/US20/56123）中的代表性化合物，可促进病毒进入。当与硫酸鱼精蛋白 (PS) 和高密度培养物结合使用时，J-Boost 可使 VCN 增加约 9 倍，TE 增加约 4 倍，使 HSC 转导至 LV 载体减少 50-70%
基于细胞的抗慢病毒转导人工 APC，可从各种细胞来源有效生成 CAR-T 细胞
摘要 背景 嵌合抗原受体 T 细胞 (CAR-T) 的过继细胞疗法已经成为某些侵袭性 B 细胞恶性肿瘤患者的标准治疗方法，并有望在未来改善许多其他癌症患者的护理。然而，CAR-T 细胞疗法的高制造成本对其更广泛的临床应用构成了重大障碍。CAR-T 生产的主要成本驱动因素包括用于 T 细胞活化的一次性试剂和临床级病毒载体。起始材料中存在不同数量的污染单核细胞对 CAR-T 制造构成了额外的挑战，因为它们会阻碍 T 细胞刺激和转导，导致制造失败。方法我们创建了基于 K562 的人工抗原呈递细胞 (aAPC)，具有基因编码的 T 细胞刺激和共刺激，这是 T 细胞活化的取之不尽的来源。我们还使用 CRISPR-Cas9 基因编辑核酸酶破坏了这些 aAPC（aAPC- Δ LDLR）上低密度脂蛋白受体 (LDLR) 的内源性表达，以防止意外慢病毒转导并避免转导过程中对病毒载体的吸收效应。使用各种 T 细胞来源，我们通过基于 aAPC- Δ LDLR 的激活产生了 CD19 导向的 CAR-T 细胞，并在体外和体内测试了它们对 B 细胞恶性肿瘤的抗肿瘤效力。结果我们发现 aAPC- Δ LDLR 上缺乏 LDLR 表达会导致 CAR-T 生产过程中对慢病毒转导产生抗性。使用 aAPC- Δ LDLR，我们甚至可以从未纯化的起始材料（如外周血单核细胞或未经处理的白细胞分离术产品，其中含有大量单核细胞）中实现 CAR-T 细胞的有效扩增。我们通过基于 aAPC- Δ LDLR 的扩增产生的 CD19 定向 CAR-T 细胞在急性淋巴细胞白血病和 B 细胞淋巴瘤的临床前模型中表现出强大的抗肿瘤反应。结论我们的 aAPC- Δ LDLR 代表了一种用于制造慢病毒转导 T 细胞的有吸引力的方法