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利用 mRNA 和合成向导 RNA 进行碱基编辑的精准平台
精确定位碱基编辑平台的开发目的是通过使用 RNA 适体 (Collantes, 2021) 来有效招募碱基修饰酶。精确定位碱基编辑系统可有效诱导靶标特异性核苷酸变化，而不会形成 DNA 双链断裂或插入缺失。该系统由三个部分组成：[1] 核酸酶缺陷型“切口酶” nCas9，仅切割或“切口”单链 DNA，与尿嘧啶糖基化酶 (UGI) 抑制剂融合 (Komor, 2016)，[2] 胞苷脱氨酶碱基编辑器 (大鼠 APOBEC) 与适体结合蛋白融合，以及 [3] 适体单向导 RNA (sgRNA)，可将 nCas9 和适体-脱氨酶融合物招募到特定的 DNA 靶位点（图 1）。将这三种成分递送到哺乳动物细胞中可诱导高度特定水平的 CG 到 TA 碱基转化，适用于涉及单个氨基酸点突变或功能性基因敲除的细胞和基因治疗应用。
使用工程化的 APOBEC3G 进行单个 C 到 T 替换...
胞嘧啶碱基编辑器 (CBE) 能够在目标基因座上实现有效的胞嘧啶到胸苷 (C-to-T) 替换，而不会造成双链断裂。然而，目前的 CBE 会编辑其活动窗口内的所有 C，从而产生不良的旁观者突变。在最具挑战性的情况下，当旁观者 C 与目标 C 相邻时，现有的碱基编辑器无法区分它们并编辑两个 C。为了提高 CBE 的精度，我们识别并设计了人类 APOBEC3G (A3G) 脱氨酶；当与 Cas9 切口酶融合时，所得的 A3G-BE 会在人类细胞中对 5′-CC-3′ 基序中的第二个 C 进行选择性编辑。我们的 A3G-BE 可以高精度地安装单个与疾病相关的 C-to-T 替换。与 BE4max 相比，完美修饰等位基因的百分比在疾病校正方面高出 6000 倍以上，在疾病建模方面高出 600 倍以上。基于双细胞胚胎注射方法和 RNA 测序分析，我们的 A3G-BE 表现出最小的基因组和转录组范围的脱靶效应，实现了高靶向保真度。
CRISPR/CAS9的基因组编辑工具箱，用于拟南芥
CRISPR/CAS9系统已成为一种强大的基因组工程工具，用于研究基因功能并改善植物特征。基因组编辑是通过Cas9核酸内切酶在特定的基因组序列上实现的，以产生由短导RNA（SGRNA）指导的双标准断裂（DSB）。DSB通过容易出错的非同源末端连接（NHEJ）或无错误的同源指导修复（HDR）路径来修复，分别导致基因突变或序列替换。这些细胞DSB修复途径可以被利用以敲除或替换基因。另外，胞质或腺嘌呤碱基编辑器（CBES或ABE）融合到催化死亡的Cas9（DCAS9）或Nickase Cas9（NCAS9）（NCAS9）时，也用于执行精确的基础编辑而无需生成DSB。在本章中，我们描述了通过使用基于CRISPR/CAS9的系统在拟南芥基因组中执行单个/多基因突变和精确基础编辑的详细程序。特别是，描述了转基因线的目标基因选择，SGRNA设计，矢量结构，转化和分析的步骤。该方案有可能适应在其他植物物种（例如水稻）中进行基因组编辑。
源自CRISPR-CAS I-版本的系统...
主要版本（PE）保留了CRISPR的特定靶向靶向，但以RNA模型的形式采用了额外的货物，其中包含修改作为导向RNA（称为PEGARN）的连续估计。要求修饰蛋白质的情况，以使Cas9（H840A）仅裂解，而且还需要关联（PE1），或在其C端（PE2）合并与逆转录酶M-MLV（RT）（RT）（H840A）结束。使用Cas9（H840a）的使用（通常称为Nickase Cas9）避免形成双链DNA断裂（DSB），并简单地切割了PAM位点上游的DNA的非全面链。该表现出具有OH 3'基团的DNA瓣，该小组结合了RNA矩阵的引物（PBS）的联络位点，用作RT的底漆，该引物通过复制Pegarn的版本序列来扩展襟翼3'。尽管在热力学上，与5'未出版的皮瓣相比，杂交未发表的互补链的可能性较小，但内源性内核酸内核酸酶Fen1的固有偏好是消除5'碎片，导致3'编辑皮瓣的杂交导致了非常有效的基本版本。
精确的 CRISPR-Cas 介导的基因修复，最大程度减少失活......
尽管 CRISPR-Cas9 是基因治疗发展的关键，但其潜在的脱靶突变仍然是一个主要问题。在这里，我们建立了一种“间隔缺口”基因校正方法，将 Cas9 D10A 切口酶与一对相距 200 到 350 bp 的 PAM-out sgRNA 相结合。结合腺相关病毒 (AAV) 血清型 6 模板递送，我们的方法可在人类造血干细胞和祖细胞（HSPC 包括长期 HSC）和 T 细胞中实现有效的 HDR，同时将 NHEJ 介导的靶突变降至最低。利用间隔缺口，我们开发了一种修复 HBB 、 ELANE 、 IL7R 和 PRF1 基因中发生的致病突变的方法。我们实现了 20% 到 50% 的基因校正效率，同时将 NHEJ 介导的靶突变降至最低。根据深入的脱靶评估，经典 CRISPR-Cas9 诱导的频繁非预期遗传改变在用间隔缺口处理的 HSPC 中显著减少或消失。因此，间隔缺口基因校正方法为基因治疗提供了更高的安全性和适用性。
Cas9 切口酶介导的多个疾病位点上的 CAG/CTG 重复序列收缩
图 1. Cas9D10A 切口酶诱导 HD 和 DM1 iPSC 衍生细胞收缩。A) 顶部：用 S100β 和 DAPI 染色的 HD iPSC 衍生星形胶质细胞的代表性共聚焦图像。底部：实验时间线。B) 代表性小池 PCR 印迹显示 HD iPSC 衍生星形胶质细胞的收缩，这些星形胶质细胞仅用 Cas9D10A 转导，或者用 Cas9D10A 切口酶和 sgCTG 转导 6 周。C) 对 HD iPSC 衍生星形胶质细胞的小池 PCR 印迹进行量化。D) 顶部：用 β-Tubulin III 和 DAPI 染色的 HD iPSC 衍生皮质神经元的代表性共聚焦图像。底部：实验时间线。 E) 代表性小池 PCR 印迹显示 HD iPSC 衍生的皮质神经元收缩，这些神经元仅用 Cas9D10A 转导或用 Cas9D10A 和 sgCTG 转导 6 周。F) 对 HD iPSC 衍生的皮质神经元的小池 PCR 印迹进行量化。G) 顶部：用 β-Tubulin III 和 DAPI 染色的 DM1 iPSC 衍生的皮质神经元的代表性共聚焦图像。底部：实验时间线。H) 代表性小池 PCR 印迹显示 HD iPSC 衍生的皮质神经元收缩
表达胞嘧啶和腺嘌呤碱基编辑器的 mRNA 可有效介导体内和体外碱基校正
通过特异性校正治疗遗传病的概念几十年来一直是生物医学领域的焦点。理想的解决方案是提供一种精确的方法来永久修复此类突变而不会引入新的错误。早期的基因编辑尝试涉及使用锌指核酸酶、TALEN 和 CRISPR-Cas9 核酸酶在特定位点引入双链断裂，以刺激与外源供体 DNA 模板的同源重组以纠正缺陷。然而，这些技术也会以高频率引入插入/缺失。在这里，我们评估了瞬时 mRNA 治疗引入永久性单碱基编辑的潜力。碱基编辑器通过创新的改良 Cas9 系统提供了在体内纠正单点突变的潜力。胞嘧啶碱基编辑器 (CBE) 使用与胞嘧啶脱氨酶和尿嘧啶 DNA 糖基化酶抑制剂融合的 Cas9 切口酶。当引导链将胞嘧啶-鸟嘌呤碱基对导向基因组中的特定位置时，小窗口中的胞嘧啶-鸟嘌呤碱基对会高效地转化为胸腺嘧啶-腺嘌呤对，且插入/缺失最少。同样，腺嘌呤碱基编辑器 (ABE) 使用实验室进化的与 Cas9 切口酶融合的脱氧腺苷脱氨酶将腺嘌呤-胸腺嘧啶碱基对转化为胞嘧啶-鸟嘌呤对。与基于核酸酶的方法相比，使用碱基编辑器可增加靶向编辑频率，同时大大减少脱靶插入/缺失的形成。与病毒载体和质粒相比，mRNA 具有以下主要优势：1) 降低载体整合风险；2) 能够编辑难以转染的非分裂细胞，因为 mRNA 靶标是细胞质而不是细胞核；3) 可在体内重复给药，这对于病毒载体来说具有挑战性，因为衣壳存在免疫反应；4) 瞬时表达，这对于最大限度提高基因组编辑应用的特异性非常理想。在这项研究中，我们比较了 HEK293 细胞中经过序列优化、化学修饰的 CBE 和 ABE mRNA。Western blot 分析显示，与未修饰的 mRNA 相比，经过 5-甲氧基尿苷修饰、经过序列优化的 mRNA 表达更高。在培养细胞中，mRNA 的编辑频率高于质粒载体。我们展示了使用一个碱基编辑器 mRNA 同时编辑多个位点以及编辑以前无法访问的基因组位点的能力。这些结果证明了碱基编辑技术的深远潜力。最后，我们开发了一种小鼠模型，使用注射到小鼠受精卵中的 BE4max 变体 mRNA，该模型将用于在未来的研究中测试体内 ABE 校正。
使用基于 CRISPR–Cas9 的方法对金黄色葡萄球菌进行基因组编辑
金黄色葡萄球菌中的染色体突变和靶基因缺失和失活通常使用等位基因交换方法产生。然而，近年来，已经开发出更快速的方法，通常使用基于 CRISPR - Cas9 的系统。在这里，我们描述了最近开发的用于金黄色葡萄球菌的基于 CRISPR - Cas9 的质粒系统，并讨论了它们在靶基因突变和失活中的用途。首先，我们描述如何将 CRISPR - Cas9 反选择策略与重组工程策略相结合以在金黄色葡萄球菌中产生基因缺失。然后我们引入死 Cas9 (dCas9) 和 Cas9 切口酶 (nCas9) 酶，并讨论如何使用与不同核苷脱氨酶融合的 nCas9 酶在靶基因中引入特定的碱基变化。然后，我们讨论如何通过引入提前终止密码子或突变起始密码子，使用 nCas9-脱氨酶融合酶来实现靶向基因失活。这些工具共同凸显了基于 CRISPR - Cas9 的方法在金黄色葡萄球菌基因组编辑中的强大功能和潜力。
使用可充电海水电池同时存储和海水脱盐：可行性和未来方向
背景CRISPR-CAS系统通过各种高级基因组编辑工具（例如核酸酶，基础编辑器和转座酶）演变，这些工具可以有效地产生靶向靶诱变[1]。尤其是，基于CRISPR系统开发的胞嘧啶碱基编辑器（CBE）和腺嘌呤碱基编辑器（ABE）可以在包括小鼠在内的各种生物体中有效地执行C•g至t•a和a•t至g•c替代基础[2，3] [2，3] [4，5]。最近，也报道了C c cg base Editor（CGBE1），使C可以在人类细胞中进行G基础转移的c转移[6]。然而，由于基因编辑限制（由于同源性定向修复（HDR））导致的基因编辑局限性（HDR），涉及一个或多个核苷酸插入，转化或截断的精确靶向突变仍然具有挑战性。Prime Editor（PE）是一种新的概念基因组编辑工具，包括带有Nickase Cas9（H840A）的融合蛋白和商业的Moloney Moloney鼠白血病病毒逆转录酶（M-MLV RT）。pe由编码所需的编辑序列[7]的Prime编辑指南RNA（PEGRNA）驱动。这种精心设计的基因组编辑系统允许靶向基础转化率的靶向诱变，以及小的插入和插入，而没有双链DNA断裂或供体DNA [7-10]。
Cas12a 使用嵌合 DNA-RNA 向导
CRISPR-Cas9 系统广泛用于靶向基因组工程。Cpf1 是 CRISPR 效应子之一，通过识别富含胸腺嘧啶的原间隔区相邻基序 (PAM) 序列来控制靶基因。Cpf1 对向导 RNA 中的错配的敏感性高于 Cas9；因此，脱靶序列识别和切割较低。但是，它可以容忍原间隔区中远离 PAM 序列 (TTTN 或 TTN) 的区域中的错配，并且当 Cpf1 活性因治疗目的而得到改善时，脱靶切割问题可能会变得更加成问题。在我们的研究中，我们研究了 Cpf1 的脱靶切割，并修改了 Cpf1 (cr)RNA 以解决脱靶切割问题。我们开发了一种 CRISPR-Cpf1，它可以通过用 DNA 部分替换 (cr)RNA 来改变碱基配对的能量势，从而以高度特异性和有效的方式诱导靶 DNA 序列中的突变。提出了一个模型来解释嵌合 (cr)RNA 引导的 CRISPR-Cpf1 和 SpCas9 切口酶如何在细胞内基因组中有效发挥作用。在我们的结果中，当使用嵌合 DNA-RNA 引导进行基因组编辑时，CRISPR-Cpf1 在细胞水平上诱导的脱靶突变较少。这项研究有可能用于治疗无法治愈的癌症