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胞嘧啶基础编辑器针对马铃薯原生质体中的基因组编辑进行了优化
在这项研究中，我们生成并比较了三个针对马铃薯（卵巢结核）制成的胞苷碱基编辑器（CBE），该量子量其最多赋予了原生质体池中所有等位基因的43％C-T转换。早些时候，基因编辑的马铃薯植物是通过聚乙烯二烯介导的CRISPR/CAS9转化原生质体的转化而成功产生的。在一项研究中，通过用内源性马铃薯ST U6启动子替换U6-1启动子的标准拟南芥，从而获得了3 - 4倍的编辑效率。在这里，我们使用了这种优化的构建体（SP Cas9/ st u6-1 :: grna1，Target GRNA序列GGTC 4 C 5 TTGGAGC 12 AAAAAC 17 TGG）用于生成CBES量身定制的马铃薯，并测试了用于C-T碱基编辑的CBES在Granule-Bounchase-bound starch synthase 1 Gene中的C-T碱基编辑。首先，将链球菌CAS9转化为（D10A）Nickase（NCAS9）。接下来，来自人hapobec3a（A3a），大鼠（EVO_RAPOBEC1）（RA1）或Sea Lamprey（EVO_ PM CDA1）（CDA1）的三种胞质脱氨酶之一（cda1）与NCAS9和A尿素 - DNA Glycosylase融合了C-Encas9（CDA1）与每种模块化的链接。CBE的总体高度有效，A3A具有最佳的总体基础编辑活动，平均为34.5％，34.5％和27％的C-T转换为C4，C5和C12，而CDA1的平均基础编辑活动的平均基础编辑活性为34.5％，34％，34.5％，14.25％C4和C4，C4和C4，C4和C4，C4和C4，C4。ra1在C4和C5时表现出平均基础编辑活性为18.75％，19％的基础编辑活动，是唯一在C12时显示C-TO-T转换的基本编辑器。
利用胞嘧啶碱基编辑进行 CRISPR-Cas 引导的福氏志贺氏菌染色体和毒力质粒诱变
摘要 志贺氏菌是一种革兰氏阴性细菌，可侵入人体肠道上皮。由此引起的感染志贺氏菌病是最致命的细菌性腹泻病。有关决定志贺氏菌病理生理的基因（包括染色体和毒力质粒）的大部分信息都是通过经典反向遗传学获得的。然而，流行的诱变技术的技术限制使得单次反应中只能产生少量突变体，从而阻碍了大规模的志贺氏菌靶向诱变和随后的表型评估。我们采用了一种 CRISPR-Cas 依赖性方法，其中切口酶 Cas9 和胞苷脱氨酶融合在单向导 RNA（sgRNA）的引导下引入靶向 C ！ T 转换，导致内部终止密码子和翻译过早终止。在使用 mCherry 荧光报告基因的原理验证实验中，我们能够在大肠杆菌和志贺氏菌中生成功能丧失突变体，效率高达 100%。使用改进的波动分析，我们确定在优化条件下，由 Cas9 脱氨酶融合引入的非靶向突变的频率与自发突变在同一范围内，这使我们的方法成为细菌诱变的安全选择。此外，我们对该方法进行了编程，以突变已充分表征的染色体和质粒携带的志贺氏菌基因，并发现突变体的表型与已报道的基因缺失突变体的表型相似，在表型水平上没有明显的极性效应。该方法可用于 96 孔板格式，以提高通量并在几天内生成一系列靶向功能丧失突变体。
遗传性视网膜疾病的 Prime Editing
遗传性视网膜疾病 (IRD) 是一种慢性遗传性疾病，会导致视网膜逐渐退化。疾病病因源于遗传或新生基因突变，大多数 IRD 是由点突变引起的。鉴于 IRD 数量众多，迄今为止，已在约 280 个基因中发现了导致这些营养不良的突变。然而，目前只有一种 FDA 批准的基因增强疗法 Luxturna (voretigene neparvovec-rzyl) 可用于 RPE65 介导的视网膜色素变性 (RP) 患者。虽然其他基因的临床试验正在进行中，但这些技术通常涉及基因增强而不是基因组手术。虽然基因增强疗法将健康的 DNA 副本传递给视网膜细胞，但基因组手术使用基于成簇的规律间隔短回文重复序列 (CRISPR) 的技术来纠正内源性基因组序列中的特定基因突变。一种称为 prime editing (PE) 的新技术应用了基于 CRISPR 的技术，该技术有可能纠正所有 12 种可能的转换和颠换突变以及小插入和缺失。EDIT-101 是一种基于 CRISPR 的疗法，目前正在临床试验中，它使用双链断裂和非同源末端连接来消除 CEP290 基因中的 IVS26 突变。最好是，PE 不会导致双链断裂，也不需要任何供体 DNA 修复模板，这突显了其无与伦比的效率。相反，PE 使用逆转录酶和 Cas9 切口酶来修复基因组中的突变。虽然这项技术仍在发展中，还有几个挑战尚待解决，但它为 IRD 治疗的未来带来了希望。
高效去嵌合化和碱基编辑
摘要：尽管最近取得了进展，但 CRISPR/Cas9 在多年生植物中的应用仍有许多障碍需要克服。我们之前在苹果和梨中使用 CRISPR/Cas9 的结果表明，在编辑赋予白化表型的八氢番茄红素去饱和酶 (PDS) 基因后，经常产生表型和基因型嵌合体。因此，我们的第一个目标是确定从原代转基因植物 (T0) 的叶子中添加不定芽再生步骤是否可以减少嵌合体。在从杂色 T0 系再生的数百个不定芽中，89% 是同质白化。此外，对其中 12 个再生系（RT0 为“再生 T0”系）的靶区序列的分析表明，99% 的 RT0 等位基因预测会产生截短的靶蛋白，67% 的 RT0 植物的异质性编辑谱比 T0 少。碱基编辑器是 CRISPR/Cas9 衍生的新型基因组编辑工具，可进行精确的核苷酸替换而不会造成双链断裂。因此，我们的第二个目标是证明使用两个易于评分的基因在苹果和梨中进行 CRISPR/Cas9 碱基编辑的可行性：乙酰乳酸合酶 - ALS（赋予对氯磺隆的抗性）和 PDS。MdU3 和 MdU6 启动子下的两个引导 RNA 被偶联到含有与切口酶 Cas9 融合的胞苷脱氨酶的胞苷碱基编辑器中。使用这个载体；我们在目标基因中诱导了 C 到 T 的 DNA 替换；导致氨基酸序列发生离散变异并产生新的等位基因。通过共同编辑 ALS 和 PDS 基因；我们成功获得了抗氯磺隆和白化梨系。总体而言；我们的工作表明，再生步骤可以有效减少初始嵌合现象，并且可以与碱基编辑的应用相结合，在多年生植物中创建准确的基因组编辑。
基于 CRISPR 切口酶的软基因组编辑
摘要 Prime editor 在疾病建模和再生医学方面具有巨大潜力，包括针对肌肉萎缩症杜氏肌营养不良症 (DMD) 的研究。然而，Prime 编辑系统的庞大规模和多组分性质带来了巨大的生产和交付问题。本文，我们报告将优化的全长 Prime 编辑构建体包装在腺病毒载体颗粒 (AdVP) 中，可以在人类成肌细胞（即成肌细胞和间充质干细胞）中安装精确的 DMD 编辑（分别高达 80% 和 64%）。AdVP 转导确定了优化的 Prime 编辑试剂，这些试剂能够恢复约 14% 患者基因型的 DMD 阅读框架，并恢复未选择的 DMD 肌细胞群中的肌营养不良蛋白合成和肌营养不良蛋白-β-肌营养不良聚糖连接。 AdVP 同样适用于纠正 DMD iPSC 衍生的心肌细胞，并通过靶向外显子 51 缺失提供针对 DMD 修复的双引物编辑器。此外，通过利用不依赖细胞周期的 AdVP 转导过程，我们报告 2 组分和 3 组分引物编辑模式在细胞周期中最活跃，而不是在有丝分裂后细胞中。最后，我们确定将 AdVP 转导与无缝引物编辑相结合可以通过连续的递送轮次堆叠染色体编辑。总之，AdVP 允许对高级引物编辑系统进行多种研究，而不管其大小和组分数量如何，这应该有助于它们的筛选和应用。引言由序列定制的向导 RNA (gRNA) 和 Cas9 内切酶组成的可编程核酸酶是基因组编辑的有力工具。然而，双链 DNA 断裂 (DSB) 的普遍修复是通过容易出错的末端连接过程进行的，这赋予了基于核酸酶的基因组编辑内在的高诱变特性。相比之下，prime 编辑允许在特定基因组序列上安装任何单个碱基对变化和精确的小插入或删除 (indel)，而不会形成 DSB (1)。通常，prime 编辑复合物包含与切口 Cas9 变体 (prime editor) 融合的工程逆转录酶 (RT) 和 3' 端延伸的 gRNA，称为 prime 编辑向导 RNA (pegRNA)。pegRNA 分别通过其间隔物和 RT 模板部分指示靶位点选择和感兴趣的编辑。在靶位点切口后，释放的单链 DNA 与 pegRNA 的引物结合位点 (PBS) 退火，引发 RT 介导的 RNA 模板复制为互补 DNA，在基因组位点杂交、瓣切除和 DNA 修复或复制后，导致靶向染色体编辑 (1)。prime 编辑有两种主要模式，即 PE2 和 PE3 (1)。前者的 2 组分系统仅依赖于一个引物编辑蛋白（例如 PE2）和一个 pegRNA，而后者的 3 组分系统则需要一个补充的常规 gRNA。在 PE3 中，gRNA 引导的未编辑 DNA 链切口促使其被编辑链取代，这通常会导致同源双链 DNA 编辑频率更高，尽管同时增加了插入/缺失副产物 (1)。最近，基于将 prime editor 与双 pegRNA 一起递送的多重 prime 编辑正在进一步扩大 DSB 独立的基因组编辑程序的范围。事实上，在这种情况下，一对 prime 编辑复合物协同作用以安装基因组插入、删除和/或替换，其大小远远大于通过 PE2 和 PE3 策略实现的插入、删除和/或替换 (2-7)。由于其巨大的潜力和多功能性，prime 编辑系统正在快速发展，包括改进的 prime 编辑蛋白和 pegRNA，例如 PEmax (8) 和工程 pegRNA (epegRNA) 架构 (9,10)。PEmax 构建体在其 Cas9 切口酶和 RT 部分分别整合了特定突变和密码子优化，有助于增强 prime 编辑活性 (8)。 epegRNA 具有以结构化 RNA 假结形式延伸的 3' 端（例如 tevopreQ1），可保护它们免受核酸外切降解（9,10）。尽管取得了这些重要进展，但 Prime 编辑组件的庞大尺寸造成了严重的生产和交付瓶颈，阻碍了它们最有效的测试和应用。旨在改善交付瓶颈的方法包括将 Prime 编辑器构建体拆分为亚基，这些亚基在进入细胞后原位组装束缚或未束缚的 Cas9 切口酶和 RT 部分（11-20）。此外，其他辅助方法允许通过以下方式富集 Prime 编辑的细胞级分； (i) 使用替代报告基因或药物系统分离在靶基因和可选择标记基因上共同编辑的细胞 (21-23)，或 (ii) 通过共同递送细胞 DNA 错配修复途径的显性负因子来干扰编辑的 DNA 链去除 (8,10)。尽管适用于特定环境，但这些主要编辑系统的多组分特性使其设计复杂，并且其更广泛的应用具有挑战性。PEmax 构建体分别在其 Cas9 切口酶和 RT 部分中整合了特定突变和密码子优化，这有助于增强 prime editing 活性 (8)。epegRNA 具有以结构化 RNA 假结 (例如 tevopreQ1) 形式延伸的 3' 端，可保护它们免受核酸外切降解 (9,10)。尽管取得了这些重要进展，但是 prime editing 组件的尺寸较大，造成了严重的生产和交付瓶颈，阻碍了其最有效的测试和应用。旨在改善交付瓶颈的方法包括将 prime editor 构建体拆分为亚基，当进入细胞时，亚基就地组装束缚或不受束缚的 Cas9 切口酶和 RT 部分 (11-20)。此外，其他辅助方法允许通过以下方式富集 prime 编辑的细胞级分； (i) 使用替代报告基因或药物系统分离在靶基因和可选择标记基因上共同编辑的细胞 (21-23)，或 (ii) 通过共同递送细胞 DNA 错配修复途径的显性负因子来干扰编辑的 DNA 链去除 (8,10)。尽管适用于特定环境，但这些主要编辑系统的多组分特性使其设计复杂，并且其更广泛的应用具有挑战性。PEmax 构建体分别在其 Cas9 切口酶和 RT 部分中整合了特定突变和密码子优化，这有助于增强 prime editing 活性 (8)。epegRNA 具有以结构化 RNA 假结 (例如 tevopreQ1) 形式延伸的 3' 端，可保护它们免受核酸外切降解 (9,10)。尽管取得了这些重要进展，但是 prime editing 组件的尺寸较大，造成了严重的生产和交付瓶颈，阻碍了其最有效的测试和应用。旨在改善交付瓶颈的方法包括将 prime editor 构建体拆分为亚基，当进入细胞时，亚基就地组装束缚或不受束缚的 Cas9 切口酶和 RT 部分 (11-20)。此外，其他辅助方法允许通过以下方式富集 prime 编辑的细胞级分； (i) 使用替代报告基因或药物系统分离在靶基因和可选择标记基因上共同编辑的细胞 (21-23)，或 (ii) 通过共同递送细胞 DNA 错配修复途径的显性负因子来干扰编辑的 DNA 链去除 (8,10)。尽管适用于特定环境，但这些主要编辑系统的多组分特性使其设计复杂，并且其更广泛的应用具有挑战性。
一个用于体外心脏电生理学的可访问平台
图1。点击编辑的概述和开发。a，单击编辑器的示意图（CE），它是由RNA程序编程的DNA nickase，DNA依赖性DNA聚合酶和ssDNA绑扎域组成的融合蛋白（例如，嗯，核酸内切酶； Huhe）与导向RNA（GRNA）配对。Click-DNA（clkDNA）模板是一种单链DNA寡核苷酸，它编码底漆结合位点（PBS），聚合酶模板（PT）和Huhe识别位点B，从709序列产生的系统生成树47序列47，描绘了Huains多样性的小型元素，该序列是47个序列。量表表示序列之间的分数相关性。c，与ssDNA分子共价磷酸酪氨酸加合物形成共价磷酸酪氨酸加合物的示意图，其中huhe结合了识别顺序以引发单点样共轭反应。d，逐步点击编辑机制，涉及：（1）DNA目标位点释放非目标链（NTS）3'基因组瓣，（2）NTS laps plap杂交与clkDNA PBS，（3）NTS-NTS-NTS-NTS-PBS连接与DNA依赖性DNA Polimentsion（4）nts-pbs intthers（3） clkDNA的编码PT，（5）新合成的3'和天然基因组5'襟翼之间的平衡，以及（6）5'-flap裂解，导致编辑结合。e，在HEK 293T细胞中的点击编辑转染的示意图，涉及CE质粒的共转染（Porcine Circovirus 2（PCV2）Huhe Huhe与NSPCAS9（H840A）融合，并从e.coli dna Polymerase I（DNA Polymerase I（DNA Polymerase I（DNA Polymerase I（DNA Polymerase I（DNA））中， clkDNA和一个（或两个）GRNA质粒（S）。ngrna）针对非编辑链的目标编辑效率。f，g，使用DNMT1 GRNA和带有PBS13-PT12的clkDNA插入或读取突变（Indels）的 f，g， f，g， f，g， f，g， f，g， f，g，使用PBS13-PT12编码A +3- 5 cag deletion（使用A +49 nick; Panel f）或rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 gkdna A +3-5 clkDNA A +49-PT12替换（带有+5“ 2b”刻度；面板G）。 CE1，CE（PCV2-NSPCAS9（H840A）-ECKLENOW），带有一个GRNA，以指导非目标链刻度； CE1.N2，CE1带有额外的grna来指导刻痕（即f，g， f，g， f，g， f，g， f，g， f，g，使用PBS13-PT12编码A +3- 5 cag deletion（使用A +49 nick; Panel f）或rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 gkdna A +3-5 clkDNA A +49-PT12替换（带有+5“ 2b”刻度；面板G）。 CE1，CE（PCV2-NSPCAS9（H840A）-ECKLENOW），带有一个GRNA，以指导非目标链刻度； CE1.N2，CE1带有额外的grna来指导刻痕（即f，g， f，g， f，g， f，g， f，g，使用PBS13-PT12编码A +3- 5 cag deletion（使用A +49 nick; Panel f）或rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 gkdna A +3-5 clkDNA A +49-PT12替换（带有+5“ 2b”刻度；面板G）。 CE1，CE（PCV2-NSPCAS9（H840A）-ECKLENOW），带有一个GRNA，以指导非目标链刻度； CE1.N2，CE1带有额外的grna来指导刻痕（即f，g， f，g， f，g， f，g，使用PBS13-PT12编码A +3- 5 cag deletion（使用A +49 nick; Panel f）或rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 gkdna A +3-5 clkDNA A +49-PT12替换（带有+5“ 2b”刻度；面板G）。 CE1，CE（PCV2-NSPCAS9（H840A）-ECKLENOW），带有一个GRNA，以指导非目标链刻度； CE1.N2，CE1带有额外的grna来指导刻痕（即f，g， f，g， f，g，使用PBS13-PT12编码A +3- 5 cag deletion（使用A +49 nick; Panel f）或rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 gkdna A +3-5 clkDNA A +49-PT12替换（带有+5“ 2b”刻度；面板G）。 CE1，CE（PCV2-NSPCAS9（H840A）-ECKLENOW），带有一个GRNA，以指导非目标链刻度； CE1.N2，CE1带有额外的grna来指导刻痕（即f，g， f，g，使用PBS13-PT12编码A +3- 5 cag deletion（使用A +49 nick; Panel f）或rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 gkdna A +3-5 clkDNA A +49-PT12替换（带有+5“ 2b”刻度；面板G）。 CE1，CE（PCV2-NSPCAS9（H840A）-ECKLENOW），带有一个GRNA，以指导非目标链刻度； CE1.N2，CE1带有额外的grna来指导刻痕（即f，g，使用PBS13-PT12编码A +3- 5 cag deletion（使用A +49 nick; Panel f）或rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 grna a +rnf2 gkdna A +3-5 clkDNA A +49-PT12替换（带有+5“ 2b”刻度；面板G）。CE1，CE（PCV2-NSPCAS9（H840A）-ECKLENOW），带有一个GRNA，以指导非目标链刻度； CE1.N2，CE1带有额外的grna来指导刻痕（即
目标1：为大豆开发有效的无PAM无PAM CAS9和主要的编辑平台。这是一个基因编辑工具开发目标，可以建立UPO
目标1：为大豆开发有效的无PAM无PAM CAS9和主要的编辑平台。这是一个基因编辑工具开发目标，它基于我们先前开发的CRISPR-CAS9基因编辑平台。为大豆建造主要的编辑系统。基于SPCAS9 Nickase的两个不同变体和M-MLV的逆转录酶，已经为大豆毛的根和稳定的转化和基因组编辑制作了三个主要的编辑系统。分别使用命名为PE1，PE2和PE3的三个系统，以制造针对编码CDPK47，CDPK48，CDPK49和CDPK50的大豆基因的主要编辑构建体。PE1和PE2系统，以确定哪种最适合于创建精确的遗传变化，以改善大豆的性状。不幸的是，这两个系统无效地在毛状根中的四个CDPK基因中创建突变。因此，我们决定使用PE2系统测试其他基因FAD2和EPSP，并且再次没有发现靶基因已修改的证据。第三个Prime编辑版本，名为PE3，还测试了在毛状根部编辑FAD2和EPSP基因的能力，这也没有成功。PE1，PE2和PE3 PRIME编辑构建体在大豆中似乎不起作用，因此我们正在采用替代方法来修改向量，以使用不同的策略来生成Prime编辑指南RNA。这些结构将在下一个报告期间进行测试。总而言之，使用在其他工厂中使用的策略，在大豆中的主要编辑应用并不能有效。1。我们继续努力确定将在大豆中有效的主要编辑策略。目标2：应用基础编辑和主要编辑来修改影响大豆对干旱反应的基因。我们设计了两种不同的CRISPR-Cas9构建体来敲除CDPK基因的功能，这些功能被预测会影响大豆对干旱的反应。基于CRISPR-CAS9的基因敲除大豆CDPK家族基因（CDPK47、48、49和50）的两个CRISPR构建体（NK44和NK46）已建立，以敲除CDPK基因的两种组合。a。 NK44：PATEC-INCAS9-GCDPK49-50（靶向CDPK49和CDPK50）b。 NK46：PATEC-INCAS9-GCDPK47-50（靶向CDPK47，CDPK48，CDPK49和CDPK50）对这两种构建体进行了大豆转化，并为转染料的存在而基因型进行了基因型。我们为NK44构建体获得了四个转基因阳性植物。我们总共获得了NK46构建体的七个转基因阳性植物。种子，我们将这些种子称为T1代。至少为每条线发芽了至少24个T1幼苗，我们进行了PCR首先确定NK44或NK46构建体是遗传的，我们
植物引物编辑器实现水稻细胞的精准基因编辑
基因组编辑正在彻底改变植物研究和作物育种。序列特异性核酸酶 (SSN)，例如锌指核酸酶 (ZFN) 和 TAL 效应核酸酶 (TALEN)，已用于产生位点特异性 DNA 双链断裂并通过促进同源定向修复 (HDR) 实现精确的 DNA 修饰 (Steinert 等人，2016 年；Voytas，2013 年)。后来，RNA 引导的 SSN，例如 CRISPR-Cas9、Cas12a、Cas12b 及其变体，已应用于植物基因组编辑 (Li 等人，2013 年；Nekrasov 等人，2013 年；Tang 等人，2017 年；Zhong 等人，2019 年；Ming 等人，2020 年；Tang 等人，2019 年)。然而，HDR 依赖于 SSN 和 DNA 供体的同时递送，这在植物中一直具有挑战性（ Steinert 等，2016； Zhang 等，2019）。在植物中实现高效 HDR 的另一个挑战是，在大多数细胞类型中，DNA 修复倾向于非同源末端连接（NHEJ）途径而不是 HDR（ Puchta，2005； Qi 等，2013）。与受供体选择和 DNA 修复机制限制的 SSN 诱导的 HDR 不同，近年来开发的胞苷或腺嘌呤碱基编辑器可以在原型间隔物中 3-8 个核苷酸靶向窗口内将 C 转换为 T 或将 A 转换为 G（ Komor 等，2016； Nishida 等，2016； Gaudelli 等，2017）。碱基编辑器虽然效率很高，但只能指导某些转换突变，而不能执行预定的颠换突变或插入和缺失 (indel)。在所有这些背景下，最近在人类细胞中开发所谓的引物编辑器 (PE) 方面取得的突破非常令人兴奋 ( Anzalone 等人，2019 )。在引物编辑中，Cas9H840A 切口酶与逆转录酶融合。融合蛋白在编辑 DNA 链上切口，通过引导到切口 DNA 并复制由引物编辑向导 RNA (pegRNA) 编码的遗传信息来启动逆转录。多功能的 pegRNA 是一种经过修饰的单向导 RNA (sgRNA)，其 3' 端携带逆转录 (RT) 模板和引物结合位点 (PBS) 或序列中的引物。与 HDR 不同，PE 不需要 DNA 供体。在某些目标位点，PE 似乎也比碱基编辑器更精确、更高效（Anzalone 等人，2019 年）。
CRISPR-CasとOMEGashisutemuの分子基盘 - 生化学
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短文 - 矢千绘望 CV
（Yachie N 是 + 第一和/或 * 通讯作者）基因组编辑：在 CRISPR-Cas9 基因组编辑中，向导 RNA 将 Cas9 募集到与原间隔区相邻基序 (PAM) 序列 5'-NGG-3' 相邻的目标基因组区域，然后 Cas9 产生 DNA 双链断裂 (DSB)。该事件通过诱导不同的 DNA 修复途径促进基因缺失或转基因插入，但 DSB 具有细胞毒性，并且基于 DSB 的编辑结果不可预测。我们与 Keiji Nishida 博士合作开发了一种新的基因组编辑工具 Target-AID，它将胞苷脱氨酶 (AID) 融合到切口酶 Cas9 上，并实现了高度精确的靶向 C→T 替换，而无需 DSB [Science 2016]。我们还与 Osamu Nureki 博士合作，成功将 Cas9 的靶向范围从限制性 NGG 扩展到 NG PAM（Cas9-NG），并开发了 Target-AID-NG [ Science 2018] 。此外，我的团队开发了一种新的碱基编辑器 Target-ACEmax，它能够在目标 DNA 分子上同时诱导 C→T 和 A→G 替换，极大地扩展了碱基编辑在治疗和生物技术开发中的潜力 [ Nature Biotechnology 2020*] 。我们还为由 Atsushi Hoshino 博士和 Osamu Nureki 博士领导的基于 Cas12f 的紧凑型基因组编辑工具的开发做出了贡献 [ Cell 2023] 。此外，为了探索除 CRIPSR-Cas9 和其他已表征的基因组编辑工具之外的新基因组编辑工具，我们开发了一种工具，可以从基因组和宏基因组资源中快速捕获周期性和间隔周期性重复序列 [ Nucleic Acids Research 2019*]。细胞谱系追踪：已提出了几种方法来追踪多细胞生物的发育细胞谱系，其中嵌入染色体的 DNA 条形码通过 Cas9 不断突变并从母细胞遗传到子细胞，可以根据观察时的突变模式重建谱系。然而，这些技术都没有实现高分辨率的谱系追踪。为了在单细胞分辨率下破译哺乳动物（小鼠）全身发育过程的图谱，我的团队概述了该领域的关键问题和观点 [Science 2022*]，并正在开发新的基因回路、小鼠工程和高性能计算技术。上述 Target-AID 和 Target-ACEmax 主要用于高分辨率细胞谱系追踪。我们还开发了一种新的深度分布式计算平台，并成功对模拟器生成的超过 2.35 亿个突变序列进行了精确的谱系重建 [Nature Biotechnology 2022*]。回顾性克隆分离：“化疗抗性克隆是否从一开始就存在于具有独特细胞状态的初始细胞群中？”或“观察到的干细胞分化命运背后是否有任何分子因素？”等问题突出了许多尚未解决的生物学问题。如果可以从初始细胞群中分离出在细胞进展后期表现出特定表型的克隆，则可以解决这些问题。最近出现了“回顾性克隆分离”这一新概念来解决上述问题。首先在这样的系统中繁殖条形码细胞群，然后对其亚群进行给定的测定。在识别出感兴趣的条形码克隆后，以条形码特定的方式从初始或实验期间存储的任何其他亚群中分离出相同的克隆（或其近亲）。然后可以对分离的活克隆进行任何后续实验，包括组学测量和用分离物重建合成细胞群。我们最近建立了一种使用 CRISPR 碱基编辑的高性能回顾性分离技术 CloneSelect [ bioRxiv 2022*]。我们已经证明 CloneSelect 适用于人类癌细胞系、人类多能干细胞、小鼠干细胞、酵母细胞和大肠杆菌细胞。细胞网络：癌症和人类疾病通常由复杂的细胞网络介导。我们已经证明，涉及破坏蛋白质相互作用的基因组突变在癌症和其他人类疾病中高度富集 [ Cell 2015]。此外，通过利用蛋白质编码基因的 DNA 分子标记和大规模并行 DNA 测序，我们开发了一种新的高通量蛋白质相互作用技术 BFG-Y2H（条形码融合遗传学-酵母双杂交）。该技术使单个研究人员能够在 2-3 周内筛选至少 250 万个蛋白质对的蛋白质相互作用 [ Molecular Systems Biology 2016+,*]。使用我们已经证明 CloneSelect 适用于人类癌细胞系、人类多能干细胞、小鼠干细胞、酵母细胞和大肠杆菌细胞。细胞网络：癌症和人类疾病通常由复杂的细胞网络介导。我们已经证明，与破坏蛋白质相互作用有关的基因组突变在癌症和其他人类疾病中高度富集 [ Cell 2015] 。此外，通过利用蛋白质编码基因的 DNA 分子标记和大规模并行 DNA 测序，我们开发了一种新的高通量蛋白质相互作用技术 BFG-Y2H（条形码融合遗传学-酵母双杂交）。该技术使单个研究人员能够在 2-3 周内筛选至少 250 万个蛋白质对的蛋白质相互作用 [ Molecular Systems Biology 2016+,*] 。使用我们已经证明 CloneSelect 适用于人类癌细胞系、人类多能干细胞、小鼠干细胞、酵母细胞和大肠杆菌细胞。细胞网络：癌症和人类疾病通常由复杂的细胞网络介导。我们已经证明，与破坏蛋白质相互作用有关的基因组突变在癌症和其他人类疾病中高度富集 [ Cell 2015] 。此外，通过利用蛋白质编码基因的 DNA 分子标记和大规模并行 DNA 测序，我们开发了一种新的高通量蛋白质相互作用技术 BFG-Y2H（条形码融合遗传学-酵母双杂交）。该技术使单个研究人员能够在 2-3 周内筛选至少 250 万个蛋白质对的蛋白质相互作用 [ Molecular Systems Biology 2016+,*] 。使用