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DIPA-CRISPR 是一种简单易行的昆虫基因编辑方法
目前昆虫基因编辑的方法需要将材料微注射到早期胚胎中。这严重限制了基因编辑在大量昆虫物种中的应用，特别是那些生殖系统无法获得早期胚胎进行注射的昆虫物种。为了克服这些限制，我们报告了一种简单易用的昆虫基因编辑方法，称为“直接亲本”CRISPR（DIPA-CRISPR）。我们表明，将 Cas9 核糖核蛋白 (RNP) 注射到成年雌性的血腔中可有效地在发育中的卵母细胞中引入可遗传的突变。重要的是，市售的标准 Cas9 蛋白可直接用于 DIPA-CRISPR，这使得这种方法非常实用和可行。DIPA-CRISPR 能够在无法应用传统方法的蟑螂和模型甲虫 Tribolium castaneum 中实现高效的基因编辑。由于其简单性和可及性，DIPA-CRISPR将极大地扩展基因编辑技术在各种昆虫中的应用。
从无DNA的植物再生葡萄藤原生质体Simone scintilla 1*，Umberto salvagnin 1，Lisa Giacomelli 2，Tieme Zeilmaker 2，
从无DNA编辑的葡萄藤原生质体中的植物再生Simone scintilla 1*，Umberto salvagnin 1，Lisa Giacomelli 2，Tieme Zeilmaker 2，Mickael A. Mickael A. Malnoy A. Malnoy 1，Jeroen Rouppe Van der Voort 2，Claudio Moser 1。1果实作物，研究与创新中心的基因组学和生物学系，E. Mach 1，I-38010，San Michele A/Adige（TN）意大利； 2 Enza Zaden，Haling 1-E，1602 dB，Enkhuizen，荷兰。*通讯作者：Simone Scintilla博士（Simone.scintilla@unitn.it）。抽象的CRISPR-CAS技术已广泛扩展了植物育种中基因组编辑的应用领域，从而使遗传库中可能的特定和最小突变。关于标准基因组编辑技术，可以以核糖核蛋白（RNP）的形式引入CRISPR-CAS机械，从而避免将外源性DNA引入细胞中。对将无DNA递送到植物细胞中应用中的兴趣不断增加，尤其是在有价值的木本植物精英品种的情况下，CRISPR-CAS9技术将保留其基因型，同时仍导致靶向遗传修饰。通过确保CRISPR-CAS DNA-RNP作为RNP的无效递送，并且由于单个编辑的单元将不存在嵌合体，因此，使用CRISPR-CAS DNA-无需递送，非常适合新育种技术的需求。然而，通常通过低编辑效率和不成功的再生过程来阻碍木质植物中原生质体的细胞培养。深红色的L.胚胎愈伤组织。此策略符合无DNA策略要求。我们在这里描述了一种成功的无DNA方法，以获得完全编辑的葡萄植物，该方法是从V. vinifera cv获得的原生质体中再生的。在浓霉敏感性基因VVDMR6-2上编辑了转染的原生质体。再生的编辑植物表现出1bp或2bp的纯合缺失，以及1BP的纯合插入。引言基因组编辑技术允许以高度精确度修改细胞DNA。尤其是随着CRISPR-CAS9的出现（群集定期间隔短的短质重复 - CAS9）技术，基因组编辑的应用领域已被广泛扩展。该系统基于通过互补的RNA序列和CAS核酸酶介导的DNA双链破裂对DNA编辑位点的识别，这使得插入，缺失，甚至仅仅使一个核苷酸的修饰成为可能。因此，尤其是在木质植物遗传改善的情况下（例如葡萄藤或苹果）精英品种，CRISPR-CAS9技术可确保其基因型保存，同时导致靶向遗传修饰。CRISPR-CAS成分可以以核酸的形式引入细胞内（即DNA/mRNA编码整个系统），或以核糖核蛋白（RNP）复合物的形式进行编码。虽然DNA可以整合到基因组中，而mRNA受其内在不稳定性的影响，但RNP的直接细胞递送打开了有吸引力的场景，因为它有可能体现出强大的方法论，导致特定而最小的突变，而没有外源性DNA的痕迹（Woo等，2015）。从这种角度来看，与经典的转基因生物相比，对植物的应用兴趣可能会更好地接受消费者（Saleh等，2021）。到目前为止，已经提出了三种主要策略将CRISPR-CAS系统输送到植物细胞中。1）使用工程化的农杆菌，可以轻松克服植物细胞壁。然而，该策略采用外源质粒DNA，这些DNA含有农杆菌的DNA部分，在转化后，该策略在细胞DNA中积分为细胞DNA。对于木本植物，外源性DNA只能通过杂交去除，从而导致遗传背景的变化。成功地应用于包括木本植物在内的许多农作物的替代方法，包括T-DNA的分子切除（Dalla Costa等，2020），几乎完全去除外源性DNA。但是，剩余的最小残留外国DNA可能与许多国家的当前严格转基因生物法规不相容。2）粒子轰击使用装有生物材料的纳米颗粒子弹来射击植物组织，从而超过了细胞壁垒，并释放了纳米颗粒装载的生物货物以诱导基因组编辑。尽管如此，各种物理参数严重影响了这种方法的效率。，并非所有细胞都会被子弹击中，因此下游再生过程可能会引起嵌合植物。3）替代解决方案是暂时清除细胞壁，有效地将生物材料递送到单个细胞中。根据此策略，细胞壁是酶法消化的，因此提供了一个“裸”植物细胞（即原生质体）由质膜界定。在有利的条件下，可以通过PEG浸润，电穿孔或LiPofection轻松实现RNP的细胞递送。2-3天后，恢复了细胞壁，进一步的细胞划分
micropub-biology-000241.pdf
mir-35-42 家族的 microRNA (miRNA) 可重复发挥作用，以确保秀丽隐杆线虫的胚胎活力 (Alvarez-Saavedra 和 Horvitz 2010)。我们感兴趣的是确定 mir-35-42 家族必须抑制的必要靶标。我们之前的研究表明，NHL（环指 b-box 卷曲螺旋）结构域包含 2 (nhl-2) 可能就是这样一个靶标，因为基因组编辑尝试删除 nhl-2 3'UTR 中的 mir-35-42 种子结合区域失败 (McJunkin 和 Ambros 2017)。相同的 CRISPR 试剂在包含 NHL-2 CDS 缺失 (nhl-2(ok818)) 的背景下成功创建了这种缺失 (McJunkin 和 Ambros 2017)。总之，我们认为这些结果意味着 nhl-2 的去抑制会导致致死或不育，从而阻止我们在野生型背景下分离缺失系。最近，CRISPR 基因组编辑试剂和方案的效率提高了许多倍，最显著的是通过注射预装合成向导 RNA (gRNA) 的重组 Cas9 RNP（Paix 等人，2014 年）。通过注射 Cas9/gRNA RNP，我们成功地在野生型背景下删除和突变了 nhl-2 3'UTR 中的 mir-35-42 种子结合区（参见图 1A 中的等位基因）。由于此类等位基因以前难以生成，我们量化了它们的繁殖力和胚胎活力（这是受 mir-35 家族突变影响的两个生理方面）（Alvarez-Saavedra 和 Horvitz 2010；McJunkin 和 Ambros 2014），以查看它们是否受损，但我们发现这些动物是野生型（图 1B）。因此，我们最初的解释——野生型和 nhl-2(ok818) 背景之间的 CRISPR 编辑差异是由于野生型背景中 miRNA 结合位点突变的负选择——是不正确的。观察到的编辑差异的一个可能解释可能是 1.5kb nhl-2(ok818) 缺失引起的染色质结构改变。事实上，核小体的位置和动力学已被证明会改变 Cas9 切割的效率 (Chen 等人 2016；Horlbeck 等人 2016；Isaac 等人 2016；Hinz 等人 2016；Daer 等人 2017；Yarrington 等人 2018；Kim and Kim 2018)。因此，应谨慎解读不同遗传背景之间基因组编辑效率的差异。
基因组编辑
比较 EnGen Spy Cas9 NLS、EnGen Spy Cas9 HF1 和其他市售高保真 Cas9 变体的引导 RNA 序列与靶 DNA 序列之间的错配容忍度。允许编码与荧光标记的 dsDNA 底物单、双或三错配的几种引导 RNA 之一与五种 Cas9 变体中的每一种形成核糖核蛋白 (RNP) 复合物。包括完全匹配的引导 RNA 作为对照。将 RNP 与底物以 2:1 的比例在 37°C 下孵育 5 分钟。通过毛细管电泳测量每个 RNP 复合物的底物裂解百分比。结果绘制为热图，白色表示无裂解，蓝色强度增加表示裂解百分比增加。每行均标明引导 RNA 序列，错配以绿色表示。 DNA 原型间隔序列为 5´ – AGAACTGGCAGAGGAGGTAG – 3´，原型间隔相邻基序 (PAM) 为 5´– TGG – 3´。EnGen Spy Cas9 HF1 显示出最高的靶向切割与平均脱靶切割比率，从而表明对错配的敏感性增加。
基因组编辑
比较 EnGen Spy Cas9 NLS、EnGen Spy Cas9 HF1 和其他市售高保真 Cas9 变体的引导 RNA 序列与靶 DNA 序列之间的错配容忍度。允许编码与荧光标记的 dsDNA 底物单、双或三错配的几种引导 RNA 之一与五种 Cas9 变体中的每一种形成核糖核蛋白 (RNP) 复合物。包括完全匹配的引导 RNA 作为对照。将 RNP 与底物以 2:1 的比例在 37°C 下孵育 5 分钟。通过毛细管电泳测量每个 RNP 复合物的底物裂解百分比。结果绘制为热图，白色表示无裂解，蓝色强度增加表示裂解百分比增加。每行均标明引导 RNA 序列，错配以绿色表示。 DNA 原型间隔序列为 5´ – AGAACTGGCAGAGGAGGTAG – 3´，原型间隔相邻基序 (PAM) 为 5´– TGG – 3´。EnGen Spy Cas9 HF1 显示出最高的靶向切割与平均脱靶切割比率，从而表明对错配的敏感性增加。
胜任的细胞
比较Engen间谍Cas9 NLS，Engen Spy Cas9 HF1的指南RNA序列和目标DNA序列之间的不匹配的耐受性，以及其他商业可用的高保真cas9变体。与荧光标记的DsDNA底物编码单个，双或三倍不匹配的几个指南RNA之一，可以与五个Cas9变体中的每一个形成核糖核蛋白（RNP）复合物。将完全匹配的导向RNA作为对照包括。将RNP与底物在37°C下以2：1的比率孵育5分钟。通过毛细管电泳测量每个RNP复合物的底物裂解百分比。的结果是作为热图的图形图形，白色代表没有裂解和蓝色强度的增加，表明裂解百分比增加。指南RNA序列在每一行中指示，并以绿色表示不匹配。DNA原始序列序列为5´ - agaactggcagagaggagggtag - 3´，而原始的邻接基序（PAM）为5´– TGG - 3´。Engen间谍Cas9 HF1通过显示出靶向裂解与平均脱靶裂解的最大比例，表现出对不匹配的敏感性提高。
使用通用供体
图1。通过MESC中的刺激诱导的插入诱变。（a）击球策略的示意图。通过Cas9 RNP的hit-trap供体和基因组的同时裂解会导致靶向捕获。 整合后，基因陷阱盒会导致靶基因启动子的截短蛋白和GFP的表达。 选择盒子由组成型SV40启动子表达紫霉素的抗性基因。 ATS序列：GGTATGTCGGGAACCTCTCCAGG; SA，剪接受体； IRES，内部核糖体入口网站； PA，聚腺苷酸信号。 （b）在杀击球中选择呼吸霉素后MESC克隆的代表性微观图像。 红色箭头分别指示凋亡克隆（顶部），GFP-生存的克隆（中间）和GFP阳性幸存的克隆（底部）。 比例尺，50 µm。 （c）GFP阳性克隆的PCR基因分型证实了HPRT基因座的hit-trap供体的正确整合。 5 /3J，5' /3'交界处。 （d，e）针对HPRT基因座（TH1-1，TH2-4和TH3-5）的hit-trap克隆的Western印迹和QPCR分析，并用微管蛋白作为负载对照。 错误条显示了S.D. 来自三个技术重复。 使用学生的未配对t检验来计算显着性：** p <0.01。通过Cas9 RNP的hit-trap供体和基因组的同时裂解会导致靶向捕获。整合后，基因陷阱盒会导致靶基因启动子的截短蛋白和GFP的表达。选择盒子由组成型SV40启动子表达紫霉素的抗性基因。ATS序列：GGTATGTCGGGAACCTCTCCAGG; SA，剪接受体； IRES，内部核糖体入口网站； PA，聚腺苷酸信号。（b）在杀击球中选择呼吸霉素后MESC克隆的代表性微观图像。红色箭头分别指示凋亡克隆（顶部），GFP-生存的克隆（中间）和GFP阳性幸存的克隆（底部）。比例尺，50 µm。（c）GFP阳性克隆的PCR基因分型证实了HPRT基因座的hit-trap供体的正确整合。5 /3J，5' /3'交界处。（d，e）针对HPRT基因座（TH1-1，TH2-4和TH3-5）的hit-trap克隆的Western印迹和QPCR分析，并用微管蛋白作为负载对照。错误条显示了S.D.来自三个技术重复。使用学生的未配对t检验来计算显着性：** p <0.01。
基于脂质纳米粒子的核糖核蛋白递送用于体内基因组编辑
成簇的规则间隔短回文重复序列 (CRISPR) 相关 (Cas) 系统是一种通过 DNA 修复机制进行位点特异性基因破坏、修复和基因组 DNA 修饰的技术，有望成为治疗传染病和遗传疾病的基本治疗策略。对于临床应用，基于非病毒载体的 CRISPR/Cas 核糖核蛋白 (RNP) 递送非常重要，但递送效率低和缺乏实用的制造方法仍然是一个问题。我们在此报告了一种基于脂质纳米颗粒 (LNP) 的 Cas RNP 递送系统的开发，该系统基于优化设计的单链寡核苷酸 (ssODN)，可实现高效的体内基因组编辑。序列特异性 RNP-ssODN 复合物的形成被发现对于 RNP 的功能性递送很重要。此外，sgRNA 和 ssODN 之间的熔化温度 (Tm) 对体内基因敲除效率有显著影响。具有高 Tm 的 ssODN 导致有限的敲除 (KO) 活性，而接近室温的 ssODN 显示出最高的 KO 活性，这表明 RNPs 的细胞质释放非常重要。连续两次静脉注射 Tm 优化的配方分别在 DNA 和蛋白质水平上实现了约 70% 和 80% 的转甲状腺素蛋白 KO，且没有任何明显的毒性。这些发现对安全的体内 CRISPR/Cas RNP 递送技术的开发及其在基因组编辑疗法中的实际应用具有重要贡献。
多重编辑的小鼠概括羊毛猛mm象发作
图2。实验A和B：使用CRISPR/CAS9 RNP合子电穿孔在小鼠中进行基因编辑。（a）工作流程。我们将带有合成SGRNA的CAS9 RNP池进行了电穿孔（EP）。然后，我们将胚胎在体外培养为胚泡阶段，并基因分型，以估计编辑效率。接下来，我们将胚泡转移到替代物中进行动物生产实验。最后，我们在出生后21天从幼犬那里收集并从幼犬那里收集并进行了基因分型耳孔。（b）指南筛选。我们为每个目标基因设计了一个和八个指南，并筛选了每个指南，以编辑终端实验的效率。对于每个指南，平均总修饰效率（KO +意外编辑）作为灰色条呈现，KO效率作为未用于动物生产实验的指南的紫色棒，以及选择用于动物生产实验的指南的橙色条。栏的平均效率至少来自五个胚胎。每个圆圈代表一个单独的实验，其中包括从单个胚胎到多达18个胚胎池的数据。（c，e）小鼠的KO％曲线
CRISPR/Cas 基因组编辑在番茄改良中的应用
番茄的遗传基础狭窄，给育种带来了严峻挑战。因此，随着成簇的规律间隔短回文重复序列 (CRISPR) 相关蛋白 9 (CRISPR/Cas9) 基因组编辑的出现，快速高效的番茄育种已成为可能。番茄的许多性状已使用 CRISPR/Cas9 进行编辑和功能表征，例如植物结构和花的特性（例如叶、茎、花、雄性不育、果实、单性结实）、果实成熟、品质和营养（例如番茄红素、类胡萝卜素、GABA、TSS、花青素、保质期）、抗病性（例如 TYLCV、白粉病、晚疫病）、非生物胁迫耐受性（例如热、旱、盐度）、CN 代谢和除草剂抗性。CRISPR/Cas9 已被证明可用于将野生近缘种的优良性状从头驯化到栽培番茄，反之亦然。 CRISPR/Cas 的创新允许使用在线工具进行单向导 RNA 设计和多路复用、克隆（例如 Golden Gate 克隆、GoldenBraid 和 BioBrick 技术）、强大的 CRISPR/Cas 构建体、高效的转化方案（例如农杆菌）和用于 Cas9-gRNAs 核糖核蛋白 (RNPs) 复合物的无 DNA 原生质体方法、Cas9 变体（例如无 PAM 的 Cas12a 和 Cas9-NG/XNG-Cas9）、基于同源重组 (HR) 的双生病毒复制子基因敲入 (HKI) 以及碱基/引物编辑（Target-AID 技术）。这篇小型评论重点介绍了 CRISPR/Cas 在番茄快速高效育种方面的最新研究进展。