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CRISPR/Cas9 介导的芝麻 (Sesamum indicum L.) 高效靶向诱变
成簇的规律间隔短回文重复序列 (CRISPR)/CRISPR 相关蛋白 9 (Cas9) 系统已广泛应用于多种物种的靶向基因组修饰。它是一种强大的基因组编辑技术，为基因功能研究和分子育种提供了显著的益处。然而，到目前为止，还没有研究将这种基因组编辑工具应用于芝麻 (Sesamum indicum L.)，芝麻是最古老和最重要的油料作物之一，广泛用于食品和医药等多个行业。在此，CRISPR/Cas9 系统与毛状根转化一起被用于诱导芝麻的靶向诱变。设计了两个单向导 RNA (sgRNA) 来靶向两个芝麻细胞色素 P450 基因 (CYP81Q1 和 CYP92B14)，它们分别是芝麻素和芝麻林的关键生物合成基因。测序数据显示目标位点发生了预期的 InDel 突变，CYP81Q1 和 CYP92B14 的突变频率分别为 90.63% 和 93.33%。最常见的编辑事件是单核苷酸缺失和插入。对 CYP92B14 -sgRNA 潜在脱靶位点的测序表明，在三个错配的情况下均未发生脱靶事件。高效液相色谱分析表明，突变的毛状根中芝麻素和芝麻林林的生物合成被有效破坏，证实了 CYP81Q1 和 CYP92B14 在芝麻木脂素生物合成中的关键作用。这些结果表明 CRISPR/Cas9 系统可以有效地实现定点诱变，并且 CRISPR/Cas9 结合毛状根转化是评估芝麻基因功能的有效工具。
临床实践中CNV-Seq和WES的价值
这项研究旨在评估CNV-SEQ和WES在产前诊断中检测先天性心脏病（CHD）的遗传原因的效率，并比较分离的和非分离的CHD病例之间的CNV检测率。我们对产前超声诊断为CHD的118名中国胎儿进行了回顾性研究。参与者接受了CNV-Seq，并在必要时进行了WES检测染色体和单核苷酸变化的WES。致病性或可能的致病性染色体异常的总体检测率为16.9％，包括7.6％的非整倍性和9.3％的致病性/可能的致病性拷贝数变化（CNV），主要是22q11.2 Deletion综合征（54.4％）。CNV-SEQ检测P/L P CNV的敏感性和特异性分别为95％和100％。CNV-SEQ在检测核分型的染色体异常方面提供了6.7％的提高。在TM67，PLD1，ANKRD11和PNKP等基因中进一步鉴定出显着的单个核苷酸和小的indel变异，在CNV阴性的情况下，诊断率提高了14.8％。未分离的冠心病病例表现出更高的可检测染色体异常率（32.4％vs. 9.9％，p = 0.005），强调了这些疾病的遗传复杂性。CNV-SEQ和WES的综合使用提供了一种全面的方法来对CHD进行产前遗传测试，从而揭示了可能影响临床管理和父母决策的显着遗传原因。这项研究支持这些晚期基因组技术在常规产前诊断中的整合，以增加与CHD相关的因果遗传变异的检测诊断产率。
揭示CRISPR/ ... div>的精确维修动态
图1。UMI-DSBSEQ定量单分子测序DSB和修复产品在番茄中的三个靶标。a）时间课的收集：叶肉细胞原生质体是从2-3周大的M82 Solanum Lycopersicum的幼苗中分离出来的。重复的样品在72小时内为72个时间点中的每一个中的每一个制备了200,000个原生质体。CRISPR RNP由PEG介导的转换引入。在提取RNP引入和DNA后，在0、6、12、24、36、48和72小时将样品冷冻。b）UMI-DSBSEQ目标设计：特定于目标序列的引物，与SGRNA目标序列两侧的限制酶位点结合，以创建完整分子（WT或Indel）的可用端，以连接适配器。c）UMI-DSB文库制备：从时间探索收集中提取DNA，其中包含WT（1），未经修复的DSB（2）和包含Indels（3）的完整分子，在体外受到限制，限制了确定目标切割位点的限制酶。通过填充和a添加的最终修复后，由P7 Illumina流量细胞序列和包含i7索引和9BP唯一分子标识符（UMIS）组成的Y形适配器（UMIS）与未经修复的DSB和受限端相连。通过连接介导的PCR进行的靶标特异性扩增，其中一个引物与适配器序列相同，并包含P7 Illumina Tail（橙色）和一个针对靶序列（蓝色）的引物（橙色），带有P5 Illumina Tail（红色）。这会导致SPCAS9切位点和底漆之间的DSB的单端扩增。红色X表示DSB的未捕获端。
配对的划分介导的COL17A1重新构图用于连接表皮细胞Bullosa
连接表皮溶解Bullosa（JEB）是一种令人衰弱的遗传性皮肤疾病，由编码Lam-Inin-332，XVII型胶原蛋白（C17）的基因突变引起，并综合素6 B 4，维持模糊和表皮之间的稳定性。我们签署了患者特异性的cas9-核酸酶和基于 - 基因酶的靶向策略，用于在Col17a1的外显子52中重新构建与缺乏全长C17表达相关的共同纯合子deportion。随后对蛋白质的重新修复，糖节组成以及治疗后的DNA和mRNA结局的发散表明，基于成对的基于成对的COL17A1编辑的吉利效率，安全性，安全性和精度。几乎46％的原发性jeb角细胞表达了C17。重新构架Col17a1 tran-文字主要具有25和37-nt的缺失，占所有编辑的> 42％，编码C17蛋白质变体，可准确地定位于细胞膜。此外，与未处理的JEB细胞相比，经过校正的细胞显示出精确的细胞外120 kDa C17结构域的精确脱落，并提高了对层粘连蛋白332的粘附能力。三维（3D）皮肤等效物在表皮和真皮之间的基底膜区域内表现出C17的认可和连续沉积。我们的发现构成了第一次基于基因编辑的Col17a1突变的校正，并证明了基于Cas9 D10A Nickase比野生型CAS9 Cas9基于野生型Cas9策略在临床环境中基于基因重塑的Prox-Imal配对迹象策略的优越性。
利用 CRISPR/Cas9 系统在猪胚胎中表达 cd163
摘要 基因编辑 (GE) 在养猪生产中的应用可以产生广泛的影响，因为它可以增加基因编辑猪在农业和生物医药中的可用性。成簇的规律间隔的短回文重复序列 (CRISPR)/CRISPR 相关蛋白 9 (Cas9) 系统的最新应用有望提高基因编辑的效率。CRISPR/Cas9 系统的细胞质微注射能够在猪受精卵中诱导位点特异性突变。在本研究中，我们检查了通过细胞质微注射将 CRISPR/Cas9 蛋白和分化簇 163 (cd163) 引导 RNA (gRNA) 成分引入受精卵的效率。CRISPR/Cas9 蛋白和 cd163 gRNA 注射组的裂解率 (78.9% 和 85.2%) 与对照组 (90.6%) 在统计学上相似。此外，CRISPR/Cas9 蛋白和 cd163 gRNA 注射组的囊胚形成率（19.9% 和 19.6%）也与对照组（21.5%）具有统计学差异。当对单个囊胚进行基因分型时，我们在后续的囊胚中观察到基因的靶向修饰。在 10 ng/ul 样本中，CRISPR/Cas9 蛋白和 cd163 (10+134) gRNA 各注射组（22.7%）显著高于（p<0.05）CRISPR/Cas9 蛋白和 cd163(10) gRNA 各注射组（12.9%）。在突变囊胚中检测到了各种类型的 indel 突变，包括 4 bp 缺失到 72 bp 插入。这些结果表明，CRISPR/Cas9 技术可用于通过直接受精卵注射生产基因编辑猪。
curriculum vitae -Peter Hussar
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通过单个Adeno -Harvard Dash
ene编辑提供了临床验证的潜力，可以治疗多种遗传疾病，而这些遗传疾病几乎没有治疗方法。由于通过基因编辑对大多数遗传疾病的研究和治疗需要在体内进行编辑，因此在临床上相关的方法，可以在哺乳动物1中有效地传递精确基因编辑剂到组织中的有效递送，而2继续在进步中发挥关键作用。腺相关病毒（AAV）已用于在人类疾病3，4的动物模型3中输送许多编码许多治疗蛋白的基因。AAV已成为一种人口递送方法，其靶向各种临床相关的组织以及相对良好的安全性和有利的安全性。基础编辑器8，9在体外和人类遗传疾病的动物模型中，有效地安装了针对性的过渡突变1，10。与核酸酶介导的基因编辑不同，碱基编辑不需要双链DNA断裂，因此产生了最小的不需要的indel副产物，染色体易位，染色体易位11，染色体非整倍型12，大deletions 13，14，p53激活15，16和Chromothripsis 17。基本编辑器最近进入临床试验，通常太大而无法适应单个AAV，该AAV的货物尺寸限制约为4.7 kb，不包括倒置的终端重复序列（ITRS）18，19。除了基本编辑器本身外，提供基本编辑器的AAV还必须包括指导RNA，启动器驱动基本编辑器和单个指南RNA表达以及顺式调节元素。
使用改进的Prime编辑系统
CRISPR/CAS介导的基因组编辑技术已被广泛应用于通过在各种植物物种中产生短插入或缺失（Indel）来创建基因的基因淘汰等位基因。由于同源指导修复（HDR）的低效率和HDR DNA模板的差异，精确的基因组编辑在植物中仍然具有挑战性（Mao等，2019）。最近开发了一种串联重复HDR方法，用于替换水稻的序列，这对单子叶植物最有用（Lu等，2020）。基础编辑器从Cas9 nickase融合与胞嘧啶和腺嘌呤脱氨酶相关的基础编辑器实现了目标的C-T或A-TO-G替换，但仅限于特定类型的碱基替代品和目标位点选择（Mao等人，2019年）。在哺乳动物细胞中开发了一种“搜索和替换”方法，也称为Prime编辑，该方法可以在目标位点上的用户定义的序列变化而无需DSB或DNA修复模板提供（Anzalone等，2019）。几个研究小组已经采用了这种方法用于单子叶植物，包括大米和小麦（Butt等，2020; Hua等，2020; Li等，2020; Lin等，2020; Tang等，2020; 2020; Xu等，2020）。由于尚不清楚的原因，尽管基础编辑在诸如大米之类的单子叶植物中非常有效，但其dicot中的效率在dicots中非常低（Kang等，2018; Mao等，2019）。尚不清楚是否可以将主要编辑用于番茄植物（例如番茄）。在这里，我们报告了通过密码子和发起人优化在番茄中成功采用的主要编辑者。
开展 CHO DG44 全基因组 KO 筛选，揭示基因组学与快速生长表型之间的联系
中国仓鼠卵巢 (CHO) 细胞系广泛应用于生物制药生产。细胞系生成的改进加快了最终生产克隆的速度，但开发新型生物分子、生产力限制和市场需求方面的挑战使得细胞系开发 (CLD) 必须不断改进。虽然细胞生长在 CLD 期间显示出明显的瓶颈，但对 CHO 细胞系生长表型的研究有限。最近的一项研究成功地分离并永生化了一种源自原代肺细胞的新型中国仓鼠细胞系，该细胞系表现出更快的生长速度、稳定的生产力和高水平的生物制药蛋白质生产 1 。值得注意的是，CHL-YN 细胞系的倍增时间缩短至 10.7 小时，而 CHO 细胞系的倍增时间通常为 18.0 至 22.0 小时。在这里，我们旨在进行全面的全基因组敲除 (KO) 筛选，以确定加速 CHO 细胞生长的遗传靶点和途径，揭示与 CHO 细胞生长相关的基本遗传机制。我们建立了一个强大的 CRISPR 能力的 CHO DG44 细胞系，能够在单向导 RNA (sgRNA) 存在的情况下以可预测的方式产生插入/删除 (InDel) 事件。此外，我们测试了使用小型 140 sgRNA 微型文库生成和培养转导文库的方法。我们优化的设置能够实现约 80% 的单拷贝整合，这比最近文献中的过去工作有所改进 2 。此外，我们为影响生长的基因靶标的 CRISPR 核酸酶表达依赖性富集和消耗效率提供了证据。
CYP2D7 混合等位基因分型
CYP2D6 是一种非常重要的药物基因，因为它负责 20% 至 30% 临床使用药物的代谢或生物活化。然而，尽管它的长度相对较短（只有 4.4 kb），但由于与邻近假基因的高度相似性以及 CYP2D6-CYP2D7 杂交的频繁出现，它是基因分型最困难的药物基因之一。不幸的是，大多数当前的基因分型方法无法正确确定完整的 CYP2D6-CYP2D7 序列。因此，我们开发了一种基因分型检测方法，通过优化无 PCR 纳米孔 Cas9 靶向测序 (nCATS) 方法与自适应测序相结合，并开发了一种新的综合长读基因分型 (CoLoRGen) 流程，以生成复杂区域的完整等位基因特异性共识序列。 CoLoRGen 流程首先生成两个等位基因的一致序列，然后确定大结构变异和小变异，最终分配正确的星号等位基因。在参考样本中，我们的基因分型检测证实了 CYP2D6-CYP2D7 大结构变异、单核苷酸变异 (SNV) 以及小插入和缺失 (INDEL) 的存在，而这些是大多数当前检测无法检测到的。此外，我们的结果提供了直接证据，表明 NA12878 DNA 的 CYP2D6 基因型应更新为包括 CYP2D6-CYP2D7 * 68 杂交和与现有参考相比的几个额外的单核苷酸变异。最终，nCATS-CoLoRGen 基因分型检测还可以通过检测和分期从头突变以及已知的大结构变异和小变异，从而实现更准确的基因功能预测。